Bruna Santos de Oliveira
Acadêmica do Curso de Agronomia, do 6º período.
1 INTRODUÇÃO
O abacaxizeiro (Ananas commosus (L.) Merril) pertence à subclasse das monocotiledôneas e à fámilia Bromeliaceae, que contém, aproximadamente, 46 gêneros e cerca de 1,7 mil espécies. Segundo a maioria dos naturalistas e historiadores, a planta é originária da América Tropical e Subtropical, provavelmente do Brasil (Medina, 1978; Cavalcante, 1988).
Segundo dados da Food and Agriculture Organization of the United Nations – FAO (2008), o Brasil é o maior produtor mundial de abacaxi, respondendo por 14,12% do total anual produzido mundialmente no período de 2007. Na segunda posição, encontra-se a Tailândia (12,29%), e, no terceiro lugar, Filipinas (10,06%). Em 2007, a produção nacional de abacaxi totalizou 1.784.278 milheiros de frutos, superando a o ano de 2006 em 4,33 %. O rendimento médio da cultura alcançou a marca de 24.820 frutos por hectare e a área colhida, 71.886 hectares. A área plantada destinada à colheita pouco se alterou no período de 2001 a 2007; contudo, a quantidade produzida e o valor da produção tiveram sensíveis e continuados crescimentos a partir de 2002.
É uma fruteira extensivamente cultivada em todos os países tropicais, graças aos frutos saborosos que produz. No Brasil, condições ecológicas favoráveis para o cultivo do abacaxizeiro são encontradas em todos os Estados da Federação (Murayama, 1973; Cavalcante, 1988). Na Região Norte, o Pará desponta como o maior produtor (Cavalcante, 1988).
Segundo o mesmo autor, as formas de consumo de abacaxi são variadas, contudo o consumo in natura é a forma mais indicada, em virtude do alto valor dietético dos frutos. Na culinária, nas confeitarias e nas indústrias de sucos, tem relevante papel.
Dentre os principais problemas que impedem a obtenção de altos rendimentos estão as doenças, muitas das quais podem ser limitantes à produção. A importância econômica destas doenças varia de acordo com as condições edafoclimáticas da região produtora. Embora o impacto visual das doenças seja facilmente distinguido no campo ou em pós-colheita, avaliações quantitativas de perdas de rendimento têm sido raramente realizadas. A fusariose é a doença mais severa no Brasil, com perdas que são estimadas em 30% a 40% nos frutos e em até 20% nas mudas (Ventura e Zambolim, 2002).
A maioria dos patógenos é transmitida pelas mudas, sendo a qualidade delas de fundamental importância para a prevenção ou redução das perdas, bem como para evitar a transmissão de patógenos a longa distância e para áreas novas (Ventura e Zambolim, 2002).
O objetivo deste trabalho é fazer uma revisão bibliográfica a respeito das principais doenças que afetam a cultura do abacaxi levando em consideração uma série de aspectos discutidos a seguir.
2 DESENVOLVIMENTO
2.1 DOENÇAS FÚNGICAS DA CULTURA DO ABACAXI
2.1.1 Podridão-negra-do-fruto (Chalara paradoxa (De Seyn.) Sacc.)
A podridão-negra do fruto do abacaxizerio também conhecida como podridão-mole, é a doença de pós-colheita que maiores perdas pode causar nos frutos destinados ao mercado, respondendo por perdas elevadas em frutas destinadas ao consumo in natura e a indústria (Alves, 2010; Ventura e Zambolim, 2002).
A doença está amplamente distribuída em todos os países produtores de abacaxi, ocorrendo na África do Sul, Austrália, China, Cuba, Estados Unidos, Fidji, Haiti, Jamaica, Malásia, México, Papua-Nova Guiné, Porto Rico, República Dominicana, Suriname, Taiwan, Trinidad e Tobago e Venezuela, entre outros (Farr & rossman, 2010). No Brasil, há registros de incidência nos estados de Espírito Santo, Pernambuco, Rio de Janeiro e São Paulo, mas acredita-se que esteja presente em outros estados com tradição nesta cultura (Mendes e Urben, 2010).
Sintomas
A infecção de frutos do abacaxizeiro por C. paradoxa pode ocorrer nos ferimentos no pedúnculo, ocasionados na colheita dos frutos, e na remoção das mudas tipo filhote, principalmente na cv. Pérola, bem como nos ferimentos na casca, ocasionados durante o manuseio e transporte inadequados dos frutos. Quando ocorre a infecção no pedúnculo, a doença evolui, pelo eixo central, em direção ao ápice do fruto, e mais lentamente na polpa, causando uma podridão mole em formato de cone, ficando a polpa com coloração amarelo-intensa. Os tecidos da polpa liquefazem-se, o suco exsuda, deixando no interior do fruto apenas as fibras dos feixes vasculares com coloração escura (Medina, 1978; Py et al., 1984).
Etiologia
O agente etiológico da podridão-negra é o fungo Chalara paradoxa (De Seyn.) Sacc. (Sin.: Thielaviopsis paradoxa (De Seyn.) Hohnel), cuja forma teleomórfica corresponde à Ceratocystis paradoxa (Dade) C. Moreau. O fungo é um ascomiceto da ordem Microascales, de ampla ocorrência nas regiões tropicais em diferentes hospedeiros (Index fungorum, 2010; Ploetz et al., 1994).
O fungo em sua fase imperfeita (anamórfica) produz conídios e clamidósporos. Os conidióforos são usualmente hialinos a ligeiramente marroms, com medida acima de 250 µm de comprimento. Os conídios (7-15 µm x 2,5-6 µm) são cilíndricos a elípticos, com as extremidades quadradas e podem variar de hialinos a marrom-pálidos. Os clamidósporos são ovais (9,5-2,5 µm x 5,5-15 µm), originando-se terminalmente em cadeias, tendo a coloração marrom-escura a negra. O teleomorfo produz peritécios escuros, globosos (190-260 µm de diâmetro), ornamentados com apêndices simples ou biforcados, tendo um “pescoço” também escuro, bastante longo (700-1500 µm) associado com hifas filamentosas na abertura. Os ascósporos, medindo 5,5-9,5 µm x 2-6,5 µm, são hialinos, não septados, com formato elipsóide, incluídos em uma massa gelatinosa (Ferrari, 2010; Ploetz et al., 1994).
Epidemiologia
O patógeno pode sobreviver na forma de microconídios e clamidósporos, no solo ou na fruta apodrecida. Sob condições de alta umidade relativa do ar, os esporos podem ser produzidos nos restos de cultura e disseminados pelo vento para frutas ainda não colhidas. Os principais agentes de disseminação são o vento, insetos (atraídos pelo cheiro adocicado dos tecidos infectados) e por salpicos de chuvas (Agrios, 2005).
A incidência da podridão negra é intensificada pela associação de alta umidade relativa e temperatura amena (Matos e Sanches, 2007). A temperatura ótima para o desenvolvimento do fungo está em torno de 25 ºC. Abaixo de 15 ºC ou acima de 34 ºC, o fungo tem seu desenvolvimento retardado (Goes, 2005). Em temperaturas abaixo de 8 ºC o crescimento do fungo é inibido (Frossard, 1978). Para esporulação e produção de clamidósporos, a temperatura de 25 ºC também é indicada como a melhor (Adisa e Fajola, 1982). A ocorrência de chuva durante a colheita resulta, geralmente, em altos percentuais de frutos infectados, os quais perdem o valor comercial (Barbosa e Silva, 2006). As podridões resultantes da atividade de patógenos ocasionam grandes perdas em produtos agrícolas, principalmente quando estes são cultivados em áreas distantes de locais de consumo (Silveira et al., 2005).
Controle
Medidas de controle cultural como ter cuidado na colheita e no transporte, para evitar ferimentos nos frutos, deixar um pedaço de pedúnculo no fruto durante a colheita, armazenar os frutos abaixo de 10º C, o que inibe o desenvolvimento do fungo, são recomendados (Medina, 1978).
Não há referências sobre a existência de variedades ou cultivares com algum tipo de resistência ou tolerância a C. paradoxa. Para a utilização de controle químico é necessário realizar tratamento com fungicidas protetores após a colheita, principalmente na base do fruto, realizar desinfecções periódicas dos locais de embalagem e armazenamento e manté-los bem arejados. É indicado a utilização de fungicidas a base de dicarboximida, nome comercial Orthocide 500© com uma dosagem de 2 a 2,5 kg por hectare e volume da calda de 200 a 300 litros de calda por hectare em aplicação terrestre (Agrofit, 2010).
2.1.2 Fusariose (Fusarium moniliforme Sheld. var subglutinans Wr. & Rg)
A fusariose do abacaxizeiro é responsável por grandes prejuízos causados aos lavradores de todos os Estados brasileiros onde se cultiva essa fruteira (Ventura et al., 1993).
É a principal doença da cultura do abacaxi no Brasil, sendo considerada como a doença de maior importância econômica. A estimativa de perdas situa-se em 30% para o caso de frutos e cerca de 20% para mudas. Atualmente, a doença ocorre praticamente em todas as regiões produtoras do Brasil e os dois principais cultivares, Pérola e Smooth Cayenne, são suscetíveis à doença (Kimati, 2005).
Sintomas
O patógeno é capaz de infectar todas as partes da planta. Em frutos ainda verdes observa-se exsudação de goma na sua superfície. Há uma tendência de amarelecimento precoce. Este sintoma, geralmente, distingue-se daqueles produzidos pela broca dos frutos (Thecla basilides), cuja exsudação gomosa dá-se, normalmente, entre os frutos verdes. Com a evolução da doença, as partes lesionadas internas dos frutos perdem a rigidez, encolhem-se, e os frutos tornam-se deformados. Frutos em estádios mais avançados de desenvolvimento e maturação, quando doentes, apresentam as áreas externas correspondentes aos tecidos infectados com coloração parda a marrom. No estádio final, podem ser parcial ou totalmente afetados, perdem a rigidez e se mumificam, podendo ocorrer um crescimento rosado do fungo nos tecidos mais externos (Kimati, 2005; Pissarra, et al., 1979).
No talo, as lesões normalmente restringem-se à parte basal, tanto em plantas adultas como em mudas ainda aderidas à planta-mãe. No caso de plantas adultas, as lesões são sempre acompanhadas de podridão gomosa enquanto que, cm mudas, a exsudação gomosa normalmente é menos pronunciada. As plantas originadas de mudas infectadas, ou que foram infectadas após o plantio, podem apresentar sintomas de encurtamento do talo, morte do ápice, enfezamento e clorose. Normalmente, os tecidos infectados do talo exalam odor característico de bagaço de cana em fermentação (Bolkan et al., 1979; Kimati, 2005; Ventura et al., 1981).
Etiologia
A doença é causada pelo fungo Fusarium moniliforme Sheld. var subglutinans Wr. & Rg. (Ventura et al., 1993), pertencente à classe dos Deuteromicetos, à ordem Moniliales e à família Tuberculariaceae. A espécie apresenta microconídios em polifiálides, e não em cadeias. Os macroconídios são menores (Booth, 1971).
O seu teleomorfo corresponde ao ascomiceto Gibberella fujikuroi (Saw) Wr. var. subglutinans Ed., constatado no Brasil apenas sob condições de laboratório. Uma nova designação foi recentemente proposta para o estado anamórfico (F. subglutinans f.sp. Ananas).
Fusarium subglutinans produz microconídios em conifióforos ramificados terminados em polifiálides. Esses microconídios são unicelulares, ovais e hialinos, medindo 8-12m x 3-4,5m. Os macroconídios são formados em fiálides simples e se agregam em esporodóquios; são fusiformes, tem paredes delgadas, contém 3 a 5 septos e possuem as dimensões 32-5 µm x 3-4,5 µm (Alves, 2010).
O fungo F. subglutinans apresenta elevado grau de especificidade fisiológica, mostrando-se patogênico apenas para o abacaxi. Sua penetração dá-se, normalmente, através de ferimentos naturais existentes na base das mudas, formados durante seu desenvolvimento, ou em ferimentos ocasionados por insetos e ácaros. A própria morfologia das folhas contribui para que os conídios eventualmente existentes na sua superfície sejam arrastados pela chuva para a base das plantas, onde o patógeno pode iniciar o processo de colonização em ferimentos originários do desenvolvimento lateral das gemas ou por danos mecânicos causados por razões de outra natureza. O principal sítio de infecção é, no entanto, constituído pelas inflorescências. A penetração do patógeno dá-se através do canal estilar e dutos nectários durante a antese. Os danos causados pela broca dos frutos (Thecla basilides) contribuem também para a penetração do fungo (Kimati, 2005).
Epidemiologia
A disseminação pode ocorrer naturalmente através do vento ou com a ajuda de vários insetos, como Apis melifera, Bitoma sp., Bombus sp., Lagnia villosa, Libindus dichrous, Polistes sp., Solenopsis sp. e Trigona spinipes. A disseminação a longas distâncias dá-se principalmente por meio de mudas infectadas (Kimati, 2005).
Sob condições de laboratório, o crescimento micelial e a esporulação de F. subglutinans dá-se entre 10 e 30ºC (máximo a 25ºC). Abaixo de 90% de umidade relativa do ar a germinação dos conídios é consideravelmente reduzida. Em condições de campo, tem-se verificado uma alta correlação entre a incidência de chuva durante o florescimento e a severidade da doença (Kimati, 2005; Gregory et al., 1959; Matos et al., 1981; Oaka e Kommendhal, 1977).
Pelo fato de não produzir estrutura de resistência, isto é, clamidósporos, e apresentar baixa capacidade competitiva, F subglutinans não sobrevive no solo por longos períodos.
Mudas infectadas e enterradas perdem a capacidade de servir como fonte de inóculo após 30 dias. Entretanto, tem-se comprovado a eficiência do patógeno na forma epífita em folhas de abacaxi e de ervas daninhas (Kimati, 2005; Ventura et al., 1979).
Controle
As variedades Imperial (hibrido de perolera com Smooth Cayenne), e Vitória (hibrido de Primavera com Smooth Cayenne), Perolera, Primavera, Piña Negra, Tapiricanga, Amapá, Alto Turi, Huitota, Amarelo de Uaupés, Cabeçona, Turi Verde, Ver-o-peso, Fernando Costa, Inerme CM, entre outras, são consideradas resistentes ao fungo (Jhungans, 2010).
Recomenda-se a utilização de mudas sadias, eliminação dos restos de cultura e retirada das plantas doentes da plantação. Pode-se também utilizar a indução floral para que ocorra desenvolvimento da inflorescência nos períodos desfavoráveis à doença (Jhungans, 2010).
Aplicação de tiofanato-metilico em abacaxi iniciando logo após a indução floral em jato dirigido à coroa, com intervalos de 25 a 30 dias. E uso de tebuconazol iniciando aos 40 dias após a indução floral e repetir a cada 15 dias até o fechamento total das flores (Jhungans, 2010; Agrofit, 2010).
São registrados sete produtos para o controle desse fungo, na cultura do abacaxi sendo eles: Cercobin 700 WP© onde as dosagens expressa em gramas/100 litros de água, são recomendadas para aplicações terrestres, onde se empregam quantidades de água de 700 a 1000 litros por hectare ou assegurando a dose de 0,7 kg/ha, Constant© que empregam-se de 800 a 1000 litros de calda/ha, Elite©, Folicur 200 EC© e Triade© empregam-se de 800 a 1000 litos de calda/ha, onde são feitas normalmente três aplicações, Tecto SC© 100 a 200 litros de calda/ha, e Viper 700© as doses são expressa em gramas/100 litros de água, são recomendadas para aplicações terrestres, onde se empregam quantidades de água de 700 a 1000 litros/hectare ou assegurando a dose de 0,7 kg/ha (Agrofit, 2010).
2.1.3 Podridão-parda ou mancha-negra-do-fruto (Penicillium funiculosum Thom.)
A mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro ocorre nas principais regiões produtoras do mundo, sendo conhecida pelos nomes de blak spot, interfruitlet corking, eathery pocket e fruitlet core rot. Pode em alguns casos assumir importância econômica em certas épocas de colheita, causando perdas na comercialização dos frutos. Na indústria, as lesões suberificadas dos frutilhos alteram a qualidade do produto e reduzem o aproveitamento das fatias dos frutos (Ventura e Zambolim, 2002).
A doença é atribuída a Penicillium funiculosum Thom., embora Fusarium moniliforme Sheldon encontre-se freqüentemente associado. O ácaro do abacaxi (Steneotarsonemus ananas Tryon) está associado à doença, inclusive aumentando sua incidência, embora não atue como vetor (Kimati, 2005; Vitalino 2006).
Sintomatologia
Frutos das cultivares Perolera e Queen evidenciam coloração amarelo-alaranjada nos frutilhos infectados, que se apresentam rebaixados (em nível inferior em relação aos sadios) (Matos, Ferreira e Cordeiro, 2005).
Após a remoção da casca, os sintomas internos são detectados na forma de podridão marrom-escura no frutilho atacado, sem presença de goma. Frutos das cultivares Smooth Cayenne e Pérola não expressam sintomas externos. Uma característica interessante dessa doença é sua associação com o ácaro do fruto do abacaxizeiro, Steneotarsonemus ananas (Matos, Ferreira e Cordeiro, 2005).
Etiologia
O fungo apresenta conidióforo que se ramifica na forma de um micélio simples e/ou de um sinênio e a olho nú pode apresentar coloração verde. O ápice do conidióforo é ramificado e no final apresenta células conidiogênicas agrupadas e ramificadas na forma de fiálides. Os conídios podem ser denominados de fialósporos, e possuem colocação hialina ou colorida quando agrupados. Estes são unicelulares muitas vezes, agrupados, globosos ou ovóides, sendo produzidos em uma cadeia basipetal. Conidióforos longos ramificando-se na parte terminal são hialinos, eretas, ramificados, possuem 2-3 ramificações, as fiálides são ramificadas, são agregadas, compactas, compostas por cadeias (catenulação) de massas conidiais, fiálides afinando gradualmente ou cilíndricas com extremidades pontiagudas (falcadas). Conídios fialósporos, catenulados, hialinos ou castanho-amarelado, produzidos em massa, possuem forma esférica, elíptica ou oval, são unicelulares, lisos ou de superfície equinulada. A massa de conídios com coloração esverdeada comportamento também é verificado por Kimati et al., (1964).
Epidemiologia
A doença tem ocorrência sazonal durante o ano, estando relacionada com as condições climáticas na época de floração e formação dos frutos, principalmente a ocorrência de chuvas antes e durante a floração (Rohrbach e Phillips, 1990).
A alta população do ácaro, principalmente Steneotarsonemus ananas, e a infecção de P. funiculosum são favorecidas por temperatura média diária variando entre 16-20ºC a partir da fase de indução de florescimento até as primeiras flores, enquanto para F. moniliforme fica entre 25 e 30ºC (Mourichon et al.¸1987; Vitalino, 2006).
Controle
O controle da doença nos frutos do abacaxizeiro tem se mostrado uma prática bastante difícil. Fundamentando-se no manejo da época de indução floral, para que os frutos se desenvolvam em períodos com condições climáticas desfavoráveis à infecção, ou na aplicação de produtos químicos, visando controlar as populações de ácaros e, principalmente, de fungos nas inflorescências. Em alguns países produtores de abacaxi onde a doença causa perdas econômicas, tem sido recomendado o controle dos ácaros durante o período de maior suscetibilidade da inflorescência, que vai da indução floral até três semanas depois (Rohrbach e Phillips, 1990).
Tendo em vista que o estádio de desenvolvimento da inflorescência mais suscetível a podridão parda é aquele compreendido entre a primeira e a décima semana após a indução floral, é importante iniciar as pulverizações imediatamente após a indução, ou mesmo antes dela (Cunha et al., 1999).
Em todo o mundo, a podridão parda tem sido controlada mediante aplicações do produto endosulfan (Matos, 2000). Não existe registro do produto endosulfan para a cultura do abacaxizeiro.
O controle químico da doença tem sido alcançado com a aplicação de inseticidas, utilizados para combater o ácaro. Não possui nenhum produto registrado na Agrofit para o controle desse fungo (Agrofit, 2010).
2.1.4 Podridão-de-raízes (Phytophthora cinnamomi Rands)
O agente causal da prodridão-de-raízes é o fungo Phytophthora cinnamomi Rands, comum nas regiões tropicais e subtropicais. Eventualmente P. nicotianae var. parasítica, Pythium arrenomanes Drechsler, Pythium graminicola Subramanian, Pythium splendes Braun, Pythium tolurosum Coker & Palterson e Pythium irregulare Bruisman também podem incitar podridão-de-raízes em abacaxizeiro (Ventura e Zambolim, 2002). P. cinnamomi está presente em quase todas as regiões produtoras de abacaxi do Brasil, possuindo ampla gama de hospedeiras, tais como citros, castanha, eucalipto, pinho, pêra, maracujá, etc (Vitalino, 2006).
Sintomatologia
As plantas de abacaxizeiro com a podridão-de-raízes apresentam inicialmente alterações na coloração verde das folhas, que passa a amarela. Com o progresso da doença, as folhas perdem a turgescência, os bordos enrolam-se e as extremidades curvam-se para baixo, mostrando uma sintomatologia semelhante à da murcha. As plantas com estes sintomas apresentam o sistema radicular completamente apodrecido, sendo facilmente arrancadas do solo (Py et al., 1984). Em alguns casos o fungo P. cinnamomi pode passar das raízes para o caule e provocar a podridão-do-olho (Vitalino, 2006).
A doença pode ocorrer em qualquer fase de desenvolvimento do abacaxizeiro. Sendo um habitante do solo e requerendo água para esporular, o patógeno tem sua incidência em plantios de abacaxi favorecida pela alta precipitação pluviométrica, má drenagem e reação alcalina do solo. Baixas temperaturas, entre 19 e 25º C, também são favoráveis à infecção e ao desenvolvimento da doença (Ventura e Zambolim, 2002).
Etiologia
P. cinnamomi produz hifas com entumecimentos esféricos característicos da espécie. Os esporângios são papilados, elipsoidais ou ovóides, medindo mais de 75 µm, e os esporangióforos apresentam proliferação interna. A oogônia mede mais de 28 µm e possui base cônica, e o anterídio é do tipo anfígeno e bicelular. Os oósporos medem de 35 a 40 µm. Os clamidósporos, quando presentes, medem mais de 35 µm (Ventura e Zambolim, 2002).
Epidemiologia
O fungo pode sobreviver por muito tempo como saprófito. No solo, sem a presença de plantas hospedeiras, Phytophthora cinnamomi sobrevive por períodos de até oito anos na forma de clamidósporo. Nas raízes, essa sobrevivência aumenta, chegando a 15 anos (Vitalino, 2006).
Os zoósporos produzidos sobre os tecidos doentes necessitam de água livre para se locomover e infectar a planta. Portanto, umidade elevada do solo, assim como temperatura entre 21 e 30 °C são fatores que favorecem o desenvolvimento da doença (Vitalino, 2006).
Controle
Sendo uma doença cuja incidência está diretamente relacionada com o teor de umidade do solo, são muito importantes as práticas culturais, principalmente em relação à escolha do terreno para plantio das mudas, devendo-se preferir solos leves, bem drenados, com boa aeração e não sujeitos a encharcamento (Matos, 1995).
Para o controle de Phytophthora cinnamomi recomenda-se evitar o adensamento e os ferimentos nas plantas. Os pomares devem estar localizados em áreas de boa drenagem e sempre utilizar mudas de boa qualidade e isentas do patógeno. Os restos de cultura e plantas doentes devem ser eliminados (Simão, 1998). Não possui nenhum produto registrado na Agrofit para o controle de P. cinnamomi (Agrofit, 2010).
2.1.5 Podridão-do-olho (Phytophthora nicotianae van Breda de Haan var. parasitica (Dastur) Waterhouse)
A podridão-do-olho é uma importante doença do abacaxizeiro nas principais regiões produtoras de abacaxi do mundo, principalmente em solos argilosos, úmidos e com valores de pH elevados. As perdas são variáveis de uma região para outra, sendo o maior impacto econômico a morte das plantas (Ventura e Zambolim, 2002).
O fungo Phytophthora nicotianae var parasitica que tem como sinônimo Phytophthora parasitica Dastur é o agente causal da podridão-do-topo ou podridão-do-olho, que é uma importante doença da cultura do abacaxi (Vitalino, 2006).
Sintomatologia
Este fungo causa o apodrecimento da região apical da planta, impossibilitando a frutificação. Quando o fungo ocorre nos estágios iniciais do desenvolvimento da planta, causa a morte das plantas infectadas, resultando em perdas significativas, podendo também causar eventualmente podridão das raízes do abacaxizeiro, doença esta causada principalmente por Phytophthora cinnamomi. Quando o fungo ocorre logo após o plantio causa clorose, murcha e morte das plantas (Vitalino, 2006).
Etiologia
O agente causal desta doença é o fungo Phytophthora nicotinae van Brenda de Haan var. parasitica (Dastur) Waterhouse, o qual, em meio de cultura, apresenta esporangióforos aéreos que produzem esporângios papilados, caducos, com pedicelo curto, algumas vezes intercalar. A oogônia mede menos de 28 µm e o anterídio é do tipo anfígeno. A produção de clamidósporos é abundante e o fungo cresce em até 36ºC (Matos, 1995).
Epidemiologia
A podridão do olho se dá a partir da base das folhas até o fungo atingir a região apical do caule. Quando esta é retirada, permanece no local uma podridão mole, de odor desagradável, promovida pela invasão de microorganismos secundários. P. nicotianae var. parasitica, como as demais espécies do gênero Phytophthora, ocorre no solo e necessita da presença de água para dispersar-se e infectar os tecidos do abacaxizeiro (Matos, 1995; Vitalino, 2006).
A dispersão é feita principalmente pela água de irrigação e da chuva, tendo grande importância em culturas instaladas em terrenos sujeitos a encharcamento ou com drenagem insuficiente, como também em áreas com alto índice pluviométrico ou com irrigação mal manejada. As condições favoráveis para a ocorrência e crescimento do fungo são umidade relativa elevada e temperaturas em torno de 30 a 32 °C (Matos, 1995; Vitalino, 2006).
Controle
A resistência varietal não é uma medida de utilização prática para o controle de P. nicotianae var. parasitica. A escolha de solos bem drenados, não sujeitos a encharcamento, é a primeira medida a ser adotada para controle desse fungo. Também deve-se realizar o plantio em camalhões com cerca de 25 cm de altura, dar preferência a utilização de mudas tipo rebentões ou filhotes, que são menos susceptíveis à infecção do fungo que as mudas tipo coroa, e durante a capina deve-se evitar a colocação de plantas daninhas sobre as plantas de abacaxi, para evitar a contaminação da base das folhas do abacaxizeiro por meio do solo contaminado presente nas raízes (Agrofit, 2010).
É recomendado realizar pulverização com fosetyl duas semanas antes da colheita das mudas e uma semana após a indução floral. O uso de fungicida sistêmico de translocação ascendente e também de ação direta deve ser feito de três a quatro semanas após o plantio, sendo pulverizado no solo ao redor da planta e sobre a mesma. Possui dois produtos registrados para o controle dessa doença, são Aliette© (ingrediente ativo: fosetil – fosfonato) que deve ter uma aplicação terrestre de 600 a 1000 litros de calda/ha, e Orthocide 500© (ingrediente ativo: captana – dicarboximida) com uma aplicação terrestre de 200 a 300 litros de calda/ha (Agrofit, 2010).
2.2 DOENÇAS CAUSADAS POR VÍRUS
2.2.1 Mancha-amarela (Tomato spotted wiltvírus)
A mancha-amarela é uma doença de etiologia viral que pode infectar o fruto e a planta do abacaxizeiro. De maneira geral, esta doença não apresenta ameaça para a cultura do abacaxi devido à implementação de medidas eficientes de controle (Matos, 2000).
A mancha-amarela é causada pelo Tomato spotted wiltvírus, patógeno que, além de provocar a doença no abacaxizeiro, pode infectar culturas como tomate, berinjela, batata, fumo entre outras. Plantas invasoras como Emilia shonchifolia, Emilia sagittata, Bidens pilosa e Datura stramonium, comum nas áreas cultivadas com abacaxizeiro, são também hospedeiras do vírus (Py et al., 1984; Vitalino, 2006).
Sintomatologia
Os sintomas começam com o aparecimento de manchas pequenas, arredondadas e de coloração amarelada na parte clorofilada da folha. Com o progresso da doença, as lesões alongam-se em direção à base, coalescem e necrosam o tecido (Vitalino, 2006). Da base da folha infectada o vírus passa, por contato, para as folhas mais novas. Em estádio mais avançado de desenvolvimento, as folhas apresentam-se necrosadas e com coloração marrom-escura. Em estádio final, o vírus pode atingir o meristema apical, resultando na morte da planta. A infecção nos frutos ocorre durante a floração, causando a formação de áreas necróticas e cavidades de profundidade variável na polpa. O fruto pode ser também infectado através da coroa (Py et al., 1984).
Etiologia
O agente causal da mancha-amarela tem como vetores algumas espécies de Trips, dentre as quais destacam-se Trips tabaci, Frankliniella schultzei, Frankliniella fusca e Frankliniella occidentalis. Outra característica importante desta doença é a ocorrência de níveis variáveis de suscetibilidade entre os diferentes materiais propagativos, sendo as coroas mais suscetíveis que os rebentões, enquanto os filhotes apresentam suscetibilidade intermediária (Ventura e Zambolim, 2002; Vitalino, 2006).
Controle
O controle da mancha-amarela fundamenta-se na integração de práticas culturais, iniciando com a escolha do material propagativo, devendo-se evitar a utilização de coroas para instalação dos novos plantios. Considerando-se que plantas de tomate, berinjela, batata, petúnia e fumo são hospedeiros do patógeno, deve-se evitar o plantio de abacaxi próximo a áreas plantadas com essas culturas e também não utilizá-las como culturas intercalares, ou mesmo em rotação com o abacaxizeiro. Estes cuidados são fundamentados nos resultados experimentais de transmissão mecânica de um isolado do vírus-do-vira-cabeça-do-tomateiro (tospovirus) para mudas de abacaxizeiro, causando manchas cloróticas (Zacksveskas, 1972). Durante o ciclo vegetativo do abacaxizeiro, deve-se controlar as ervas daninhas, hospedeiras do patógeno.
2.3 NEMATÓIDES
Os nematóides podem provocar danos severos na cultura do abacaxizeiro, reduzindo a eficiência na absorção dos nutrientes e, conseqüentemente, provocando, além da redução do sistema radicular, clorose nas folhas, as quais ficam menores e mais estreitas, bem como produção retardada e com frutos menores (Py et al., 1984). Mais de uma centena de espécies de nematóides são relatadas em associação com o sistema radicular do abacaxizeiro, porém a patogenicidade da maioria das espécies encontradas é ainda pouco conhecida (Costa et al.,1998; Caswell et al., 1990).
O abacaxizeiro é infestado por três grandes grupos de nematóides, que podem ser didaticamente agrupados em causadores de lesões radiculares (Pratylenchus brachyurus), o reniforme (Rotylenchus reniformis) e os formadores de galhas (Meloidogyne spp.) (Ventura e Zambolim, 2002).
2.3.1 Nematóides-das-lesões (Pratylenchus brachyurus (Godfrey) fil. E Sch.)
As lesões nas raízes do abacaxizeiro causadas por Pratylenchus brachyurus (Godfrey) fil. E Sch. são relatadas desde 1924 no Havai (Ploetz et al., 1994; Rohrbach e Apt, 1986), mas as perdas variam bastante de acordo com a população no solo e as condições edafoclimáticas da área plantada, podendo chegar a 35% no peso dos frutos (Ferraz e Zen, 1982). É a espécie mais frenquente no sistema radicular do abacaxi no Brasil, sendo considerada problema no Estado da Paraíba, nas cvs. Smooth Cayenne e Pérola (Zen e Choairy, 1990).
As lesões epidérmicas e corticais nas raízes ocorrem nos locais de alimentação dos nematóides. Populações elevadas de nematóides podem destruir o sistema radicular, notando-se a separação dos tecidos corticais dos vasculares, adquirindo as plantas aspecto clorótico, tendendo para o avermelhado, com as folhas perdendo a turgescência. Esse sintoma não deve ser confundido com o da murcha (PCV). É freqüente a presença nematóides em estádios juvenis (dois a quatro estádios) e adultos nas raízes, sendo raros os machos (Ploetz et al., 1994). A temperatura ótima para o desenvolvimento de P. brachyurus é de 25 a 30ºC, sendo praticamente inibido a 40ºC. A precipitação, principalmente com distribuição uniforme, é de grande importância para a atividade destes nematóides. Sua dinâmica populacional é influenciada pelas condições hídricas, sendo severamente reduzida em períodos de déficit hídrico, retornando o aumento populacional quando o balanço de água no solo é restabelecido (Sarah e Hugon, 1991). Estas condições podem explicar a baixa densidade e pouca importância destes nematóides em regiões onde ocorrem longos períodos de seca, principalmente com solos arenosos. Nas Costa do Marfim as maiores populações de P. brachyurus ocorrem em solos com pH 5,0 – 5,5 (Ploetz et al.,1994; Sarah, et al.,1991).
Para o controle integrado destes nematóides é importante reduzir a sua população no solo antes do plantio das mudas, podendo ser feitas limpeza, fumigação e mesmo a rotação com leguminosas, destacando-se Crotalaria usaramoensis, Stylosanthes gracilis e Flemingia congesta. Recomeda-se ainda a adição ao solo de materiais orgânicos de mandioca (manipuera) ou extrato de neem (Ploetz et al., 1994), se disponíveis. A modificação e a correção do pH do solo é uma alternativa para o controle do nematóide (Sarah et al.,1991).
O tratamento pós-plantio com nematicidas não fumigantes tem possibilitado manter as lavouras produtivas (Ventura e Zambolim, 2002).
2.3.2 Nematóide-reniforme (Rotylenchus reniformis Linford & Oliveira)
O nematóide Rotylenchus reniformis Linford & Oliveira, vulgarmente chamado de nematóide-reniforme, parasita plantas de abacaxi, além de outras culturas de importância econômica, como soja, abacaxi, café, feijão, maracujá e principalmente algodão. Sua importância tem crescido devido à ocorrência de áreas com populações elevadas deste patógeno (Caswell et al., 1990).
Ocorre subdesenvolvimento do sistema radicular, apresentando a formação de um emaranhado de radicelas, além de o solo ficar aderido, devido à massa gelatinosa de ovos depositados pela fêmea (Ferraz e Zen, 1982).
Como sintomas reflexos no campo são observados amarelecimento, redução de crescimento, tamanho desigual de frutos e reboleira de plantas mortas (Caswell et al., 1990).
O nematóide Rotylenchus reniformis parasita as raízes, penetrando parcialmente, sendo que as fêmeas imaturas inserem a parte anterior do corpo nos tecidos radiculares, alimentando-se deles, mas sem matar as raízes. Estabelecido o parasitismo, essas fêmeas apresentam alteração no formato de seu corpo, passando de vermiformes a reniformes (Caswell et al., 1990; Ferraz e Zen, 1982).
Estudo sobre o ciclo de vida de R. reniformis em algodoeiro constatou que são necessários de 17 a 23 dias para se completar o ciclo de ovo a ovo. Foi constatado também que a temperatura do solo pode influenciar na duração desse ciclo (Ferraz e Zen, 1982).
A realização de rotação de cultura utilizando outras espécies não hospedeiras, como o plantio de milho é recomendada para reduzir a densidade populacional no local. A aplicação de nematicidas reduz a população de nematóides no local, porém não erradica. Não possui nenhum produto registrado na Agrofit para o controle desse nematóide (Agrofit, 2010).
2.3.3 Nematóide-das-galhas (Meloidogyne spp.)
É um nematóide comum em praticamente todos os campos produtores de abacaxi do mundo, tendo sido um grande problema no Havaí de 1920 até a década de 50 e tornando-se novamente uma preocupação (Ploetz et al., 1994; Rohrbach e Apt et al., 1986).
Dentre as espécies de Meloidogyne, a espécie M. javanica (Treub) Chitwood é a mais importante. A espécie M. incógnita ocorre em algumas áreas produtoras de abacaxi, mas não tem grande importância econômica (Ploetz et al., 1994).
Os sintomas mais característicos são a redução do sistema radicular e a formação de galhas, podendo ocorrer a proliferação de raízes adventícias. As larvas penetram nas raízes do abacaxizeiro, localizando-se próximo ao cilindro central, estabelecendo o parasitismo e induzindo as células adjacentes a crescer de forma anormal (hipertrofia), dando origem ao seu engrossamento típico, chamado de galha. Em condições favoráveis, com temperatura de 27 a 30ºC, uma geração completa-se em 17 a 21 dias, sendo as fêmeas destas espécies sedentárias, volumosas, colocando em média 400 a 500 ovos, em matrizes gelatinosas que formam ootecas nas raízes (Ferraz e Zem, 1982). A infecção ocorre nas pontas das raízes, pelas larvas, resultando na formação de galhas, inicialmente esbranquiçadas, passando posteriormente a pardacentas e escuras, apresentando numerosos fendilhamentos. Infestações severas limitam a capacidade de absorção de nutrientes pelas raízes, afetando o desenvolvimento das plantas (Rohrbach e Apt et al., 1986). Os machos são vermiformes e emergem das raízes, tendo pouca ou nenhuma importância na reprodução.
Temperaturas muito elevadas, próximo de 40ºC, são letais para estes nematóides. O pH do solo ideal para sua proliferação e a colonização das raízes é entre 4,0 e 8,5.
A fumigação do solo no pré-plantio das mudas tem sido a prática mais eficiente de controle. No pós-plantio, quando a infestação é elevada, recomenda-se a aplicação de nematicidas não-fumigantes. A adição e incorporação de matéria orgânica são práticas recomendadas, facilitando o antagonismo e controle biológico. Recentemente, Costa et al. (1998) avaliaram a resistência de diferentes genótipos de abacaxi a M. javanica e relataram que os acessos LBB-1.385, Primavera, FRF-609 e LBB-1.396 são moderadamente resistentes a esta espécie.
2.3.4 Nematóide espiralado (Helicotylenchus dihystera (Cobb 1893) Sher 1961)
Helicotylenchus dihystera (Cobb 1893) Sher 1961 tem como sinonímias Tylenchus olaae Cobb, 1906; Aphelenchus dubius var. peruensis Steiner, 1920; Tylenchus spiralis Cassidy, 1930; Helicotylenchus nannus Steiner, 1945 e Helicotylenchus crenatus Das, 1960 (Costa et al., 1998).
Este organismo é polífago, possuindo várias hospedeiras agronomicamente importantes, como banana, batata, tomate, café, citros, cevada, ervilha, feijão, soja etc. e muitas plantas daninhas (Rohrbach e Apt, 1986)
Está presente no sistema radicular, sendo classificado como ectoparasita. H. dihystera pode sobreviver por vários meses no solo sem a presença da hospedeira. Nas inoculações experimentais realizadas em cana-de-açúcar verificou-se que o ciclo de vida varia de 35-37 dias à temperatura de 23-33 °C. A disseminação do nematóide ocorre principalmente por enxurradas, água de irrigação e implementos agrícolas (Ploetz et al.,1994).
Recomenda-se a limpeza das ferramentas e máquinas agrícolas antes de executar trabalhos nas áreas ainda não infestadas. Não possui nenhum produto registrado na Agrofit para o controle desse nematóide (Agrofit, 2010).
2.4 TÁTICAS DE MANEJO DE DOENÇAS
O manejo que deve ser feito para evitar doenças são: colher os frutos com uma parte do pedúnculo (aproximadamente 3 cm); evitar ferimentos na superfície dos frutos, manuseando-os com cuidado tanto na colheita quanto na pós-colheita; armazenar e transportar os frutos a temperaturas entre 8 a 10°C; proteger o ferimento resultante do corte na colheita com fungicidas registrados, pincelando o pedúnculo do fruto com o produto, sem esquecer de verificar o período de carência; eliminar restos culturais nas proximidades das áreas onde os frutos são processados, para reduzir a fonte de inóculo, ou seja, o local onde são produzidos os propágulos necessários para o início de epidemia da doença; remover as mudas tipo filhote; evitar a colheita em períodos prolongados de chuva que resulta em altos percentuais de frutos infectados; realizar tratamento hidrotérmico.
3 CONCLUSÃO
Uma vez implantada a cultura, justifica-se um manejo adequado da mesma durante as fases pré e pós-colheita, visando reduzir incidência de pragas e doenças que possam ocorrer durante os ciclos vegetativo e reprodutivo, através de um conjunto de práticas tecnicamente viáveis e ecologicamente corretas.
O controle químico constitui-se, sem dúvida, na etapa mais complicada do controle de pragas e doenças que incidem sobre a cultura do abacaxi. Ao contrário de outras culturas, a indústria agroquímica tem investido relativamente poucos esforços na pesquisa e desenvolvimento de produtos visando o controle dos problemas fitossanitários que afetam a cultura do abacaxi. Tal fato é traduzido pelo pequeno número de defensivos registrados no Ministério da Agricultura, oferecendo poucas opções para os abacaxicultores.
O conhecimento dos mecanismos de resistência genética também é um importante componente no manejo das práticas de controle integrado, proporcionando uma alternativa para o controle das doenças que reduzem os custos de produção, além de evitar o uso de produtos químicos. Tendo em vista a possível variabilidade dos patógenos e as diferentes condições climáticas das regiões produtoras de abacaxi, torna-se importante investigar o comportamento dos novos genótipos, submetendo-os a testes de validação em diferentes agroecossistemas, nas condições de campo em propriedades agrícolas (Ventura, 1994; Ventura et al., 1994).
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