Nematoide das galhas - Meloidogyne spp.

 Nem sempre enxergamos o que acontece abaixo do solo, mas é ali que um dos principais fitonematoides da agricultura estabelece seu ciclo de vida.

Neste infográfico, imagens obtidas por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) revelam detalhes de Meloidogyne sp., conhecido como nematoide-das-galhas. As fotografias evidenciam diferentes estruturas do patógeno, incluindo juvenis, ovos, massas de ovos e sua interação com o tecido radicular.

A microscopia eletrônica permite compreender aspectos da biologia desses organismos que não são observados em microscopia óptica convencional, contribuindo para estudos em taxonomia, patogenicidade e interação nematoide-planta.

Conhecer a biologia do patógeno é um passo essencial para o desenvolvimento de estratégias eficientes de manejo integrado.

As imagens apresentadas são ilustrativas da morfologia e foram organizadas para fins didáticos.

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Physsarum nodorum associado a superficie de folhas de couve

 

PRINCIPAIS PROBLEMAS EM PLANTAS: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA DE SINTOMAS E ORIENTAÇÕES DE MANEJO INTEGRADO

 

PRINCIPAIS PROBLEMAS EM PLANTAS: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA DE SINTOMAS E ORIENTAÇÕES DE MANEJO INTEGRADO

A identificação correta de sintomas fitossanitários em plantas representa o primeiro passo fundamental para implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de cultivo, viveiros de propagação e ambientes de paisagismo ornamental (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os principais problemas em plantas podem ser categorizados em pragas de insetos, ácaros, doenças causadas por fungos, bactérias e vírus, deficiências nutricionais, fatores ambientais adversos, e condições edáficas desfavoráveis que conjuntamente resultam em redução significativa da qualidade e produtividade de plantas afetadas (AGRIOS, 2005). A observação cuidadosa da distribuição dos sintomas na planta, exame da face inferior das folhas, procura por sinais do agente causal (micélio, pústulas, exudatos), consideração das condições ambientais e histórico da planta são etapas sequenciais recomendadas para chegada a diagnóstico preciso antes de implementação de medidas de controle (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Este artigo apresenta identificação consolidada dos dez principais problemas em plantas cultivadas conforme protocolo baseado em literatura científica consolidada e prática fitossanitária reconhecida internacionalmente, além de orientações práticas para seu manejo integrado.

A mosca-branca, representada por múltiplas espécies do gênero Bemisia e Trialeurodes, constitui uma das principais pragas de insetos em cultivos ornamentais, hortícolas e campo em regiões tropicais e subtropicais, causando danos diretos através de sucção de seiva e indiretos através de transmissão de viroses (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996; BROWN, 2010). Os adultos de mosca-branca são pequenos insetos alados de coloração branca cremosa, medindo aproximadamente 1 a 3 mm de comprimento, frequentemente observados voando quando plantas infectadas são perturbadas, enquanto ninfas são imóveis, achatadas, de coloração translúcida presente na face inferior das folhas em arranjos característicos em fileiras (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996). A presença de pequenos insetos brancos na face inferior das folhas, produção de honeydew (melaço) que resulta em depósito de fungos fumagina conferindo manchas pretas às folhas, e enrugamento ou deformação das folhas jovens são sintomas diagnósticos de infestação por mosca-branca que facilitam sua identificação em campo (BROWN, 2010). O controle integrado inclui monitoramento regular com armadilhas amarelas, remoção de plantas severamente infestadas, promoção de ventilação adequada, e quando necessário aplicação de inseticidas registrados respeitando intervalo de segurança para plantas ornamentais e hortícolas (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996).

Os pulgões, representados por múltiplas espécies pertencentes à ordem Hemiptera, família Aphididae, constituem pragas de importância histórica em horticultura, com registros bem documentados há séculos de danos econômicos significativos em cultivos diversos (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; BROWN, 2010). Os pulgões são pequenos insetos de corpo mole, não alados ou alados conforme estádio de desenvolvimento, com coloração variável de verde, preto, amarelo ou rosa dependendo da espécie, medindo entre 1 a 5 mm de comprimento (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996). Colônias em agrupamentos densos formam-se em brotações jovens e na face inferior das folhas onde causam sucção contínua de seiva, resultando em enrugamento, deformação de folhas e brotações jovens, transmissão de viroses através de estiletes infectados, e deposição de honeydew que facilita crescimento de fungos fumagina criando manchas pretas características em folhas afetadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado recomenda inspeção regular de plantas, remoção manual de colônias em infestações iniciais, uso de jatos de água para dislodgir pulgões, promoção de inimigos naturais como joaninhas e parasitoides, e quando necessário aplicação de inseticidas específicos ou bioinseticidas baseados em óleos vegetais (BROWN, 2010).

O mofo-cinzento, causado pelo fungo Botrytis cinerea Pers., representa uma das doenças fúngicas mais importantes em cultivos sob proteção e em regiões de clima úmido, apresentando ampla gama de hospedeiros que inclui plantas ornamentais, hortícolas e em menor escala cultivos de campo (ELAD; WILLIAMSON; TUDZYNSKI; DELEN, 2004). O patógeno caracteriza-se pela presença de micélio cinzento-claro a acinzentado sobre folhas, flores, frutos e estruturas vegetais infectadas, com aparência poudré ou algodonozo particularmente evidente durante períodos de alta umidade relativa do ar (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A doença é altamente favorecida por alta umidade relativa do ar, temperaturas moderadas entre 15°C e 25°C, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre plantas, molhamento foliar prolongado, acúmulo de material senesces ou morto, e práticas de cultivo que geram condensação contínua em estruturas de proteção (ELAD; WILLIAMSON; TUDZYNSKI; DELEN, 2004). O controle integrado recomenda remoção de folhas e flores infectadas, melhoria da aeração através de espaçamento adequado e redução de sombreamento quando viável, evitar molhamento foliar prolongado através de irrigação localizada e ventilação de estruturas protegidas, eliminação de restos de plantas senesces, e quando necessário aplicação de fungicidas registrados para cultivos de interesse (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O ácaro-rajado, representado principalmente por Tetranychus urticae Koch e espécies relacionadas, constitui uma das pragas mais importantes de cultivos ornamentais, hortícolas e de campo em regiões quentes e secas onde sua reprodução é particularmente rápida (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003). Os ácaros são aracnídeos de tamanho microscópico a pequeno, medindo menos de 1 mm, com corpo globoso de coloração variável de verde-claro a avermelhado dependendo do estádio de desenvolvimento, frequentemente observáveis apenas sob lente de aumento em magnificação apropriada (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003). A infestação por ácaro-rajado causa bronzeamento e descoloração progressiva das folhas, presença de minúsculas teias prateadas finas visíveis principalmente na face inferior das folhas em infestações severas, redução geral do vigor da planta, e em casos extremos queda de folhas e morte de brotações apicais (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado recomenda monitoramento regular com lente de aumento, promoção de alta umidade relativa do ar que desfavorece o ácaro cujas populações são reduzidas em ambientes úmidos, uso de jatos de água para dislodgir ácaros, e quando necessário aplicação de acaricidas específicos ou enxofre que é efetivo contra múltiplas espécies de ácaros fitófagos (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003).

As manchas foliares causadas por fungos, bactérias ou oomicetos representam as doenças foliares mais prevalentes em cultivos globalmente, apresentando ampla diversidade morfológica de lesões que refletem características específicas do agente causal responsável (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; AGRIOS, 2005). As lesões de mancha foliar apresentam tipicamente formato circular a irregular, coloração variável de marrom, negro, amarelo ou avermelhado dependendo do patógeno envolvido, frequentemente com bordas definidas e frequentemente halos característicos de cores distintas ao redor da lesão central (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As manchas foliares podem ser causadas por fungos como Cercospora, Colletotrichum, Alternaria e muitos outros gêneros, por bactérias do gênero Xanthomonas, Pseudomonas e Erwinia, ou por oomicetos como Phytophthora, cada um apresentando características diagnósticas específicas observáveis através de exame microscópico de estruturas do patógeno (AGRIOS, 2005). O diagnóstico requer observação cuidadosa de características da lesão, exame da face inferior das folhas para presença de sinais do patógeno como conidióforos, pústulas, exudatos bacterianos, ou estruturas de oomicetos, e quando necessário isolamento em meio de cultura ou sequenciamento molecular para confirmação definitiva (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O oídio, causado por fungos pertencentes à família Erysiphaceae, ordem Helotiales, representa uma das doenças foliares de maior impacto econômico em horticultura e fruticultura globalmente, caracterizado pelo crescimento de micélio branco pulverulento conspícuo sobre a superfície foliar (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; AGRIOS, 2005). O micélio branco pulverulento que cobre a superfície das folhas infectadas confere aspecto característico facilmente reconhecível em campo, com redução progressiva da fotossíntese conforme a infecção avança e maior cobertura de superfície foliar é comprometida (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os fungos causadores de oídio são parasitas obrigatórios que requerem presença de tecido vivo para crescimento, apresentando ampla gama de hospedeiros específicos onde cada espécie de oídio frequentemente infecta grupos restritos de plantas relacionadas botanicamente (AGRIOS, 2005). O desenvolvimento de oídio é altamente favorecido por temperaturas moderadas entre 15°C e 25°C, umidade relativa elevada acima de 70% porém sem necessidade de molhamento foliar visível, redução de ventilação natural que mantém umidade local elevada, e sombreamento moderado que favorece condições microambientais ideais (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O controle integrado recomenda melhoria da ventilação através de poda e espaçamento adequado, redução de sombreamento quando viável, aplicação de enxofre que é fungicida clássico altamente efetivo contra oídio, e quando necessário uso de fungicidas registrados como inibidores de síntese ergosterol que apresentam modo de ação diferente de enxofre (AGRIOS, 2005).

As cochonilhas, insetos pertencentes à subordem Sternorrhyncha e famílias diversas como Coccidae e Diaspididae, representam pragas significativas de plantas ornamentais, hortícolas e florestais em regiões tropicais e subtropicais onde sua reprodução é contínua ao longo do ano (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As cochonilhas apresentam corpo protegido por revestimento de cera branca ou castanha que pode ser removível ou fixo conforme espécie, com tamanho reduzido variando entre 1 a 5 mm conforme maturidade, sendo insetos imóveis ou de mobilidade reduzida em hospedeiros suculentos onde se alimentam por sucção contínua de seiva (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A infestação por cochonilhas causa enfraquecimento progressivo de plantas através de sucção contínua de seiva, produção abundante de honeydew que promove crescimento de fungos fumagina, e frequentemente transmissão de viroses em casos de cochonilhas móveis que se deslocam entre plantas (AGRIOS, 2005). O controle integrado recomenda inspeção regular de plantas particularmente em axilas foliares e gemas onde cochonilhas frequentemente se concentram, remoção manual com escova macia embebida em álcool para cochonilhas de fácil detecção, isolamento de plantas infestadas para evitar disseminação a plantas vizinhas, aplicação de óleos hortícolas que sufocam insetos, e quando necessário aplicação de inseticidas sistêmicos que penetram a proteção cerosa das cochonilhas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O amarelecimento de folhas, tecnicamente denominado clorose, pode ser causado por deficiência nutricional, particularmente de nitrogênio, fósforo, potássio, enxofre ou micronutrientes como ferro, manganês, zinco ou boro, por doenças vasculares que bloqueiam transporte de água e nutrientes, ou por fatores ambientais adversos como drenagem inadequada do solo, compactação edáfica, ou oscilações extremas de temperatura (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As folhas amarelecidas apresentam coloração uniforme amarela em casos de deficiência geral de nutrientes, ou padrão de amarelecimento com nervuras verdes bem definidas em casos de deficiência de micronutrientes particularmente ferro e manganês, ou amarelecimento progressivo em padrão vascular em casos de doença vascular (AGRIOS, 2005). O diagnóstico de clorose requer análise de solo para determinação de concentração de nutrientes disponíveis, observação de padrão de distribuição do amarelecimento na planta e nas folhas, consideração de histórico de fertilização, e quando necessário análise foliar para confirmação de concentração específica de nutrientes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo adequado recomenda correção de deficiências nutricionais através de adubação equilibrada baseada em análise de solo, melhoria das condições de solo incluindo drenagem e prevenção de compactação, e quando necessário aplicação foliar de micronutrientes para correção rápida de deficiências que afetam a qualidade estética de plantas (AGRIOS, 2005).

A queda de folhas, tecnicamente denominada desfolha ou abscisão foliar precoce, pode ser causada por estresse hídrico prolongado, doenças foliares severas, deficiência nutricional avançada, danos mecânicos, mudanças ambientais abruptas como variações drásticas de temperatura ou luz, ou transporte inadequado de mudas que gera estresse significativo (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A queda de folhas pode ser uniforme afetando toda a copa da planta ou seletiva afetando principalmente folhas basais ou laterais conforme localização da causa originária, representando mecanismo de defesa da planta para reduzir perdas de água em condições de seca ou para eliminar tecido severamente danificado por doença ou praga (AGRIOS, 2005). O diagnóstico de causa de queda de folhas requer análise cuidadosa do estado geral da planta, inspeção de folhas remanescentes para presença de sintomas de doença ou praga, avaliação de condições de solo e drenagem, consideração de histórico recente da planta incluindo transporte e mudanças ambientais, e quando necessário consulta a especialista em fitopatologia (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo adequado inclui manutenção de condições ambientais estáveis, adequada irrigação conforme espécie e condições edáficas, controle de doenças e pragas que causam desfolha, e gradual adaptação de plantas a novas condições ambientais após transporte (AGRIOS, 2005).

A ferrugem, causada por fungos pertencentes à ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, representa uma das doenças foliares mais importantes em gramíneas, leguminosas e muitas outras plantas, apresentando característica visual muito distintiva de pústulas alaranjadas a marrom-escura (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). As pústulas características de ferrugem são estruturas da cor alaranjada, marrom-clara ou marrom-escura que emergem através da epiderme foliar, frequentemente dispostas em padrão circular ou alongado sobre a face inferior das folhas, com produção abundante de urediniósporos de aspecto poudré que conferem à pústula aspecto de "poeira colorida" quando tocada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os fungos causadores de ferrugem são parasitas obrigatórios que requerem presença de tecido vivo para reprodução, apresentando ciclos de vida complexos que podem envolver múltiplos hospedeiros ou completar-se em uma única espécie hospedeira conforme gênero (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O desenvolvimento de ferrugem é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar superior a 85%, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas específicas para cada espécie de ferrugem, e redução de ventilação natural entre plantas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O controle integrado recomenda rotação de culturas quando viável pois ferrugens frequentemente apresentam hospedeiros alternados, remoção de restos culturais que servem como inoculação primária, promoção de boa ventilação através de espaçamento adequado e poda seletiva, e quando necessário aplicação de fungicidas registrados como enxofre ou fungicidas sistêmicos que apresentam eficácia contra ferrugens específicas (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

A observação cuidadosa de sintomas fitossanitários em plantas é o primeiro passo fundamental e insubstituível para chegada a diagnóstico correto que permita implementação de estratégias de manejo integrado eficientes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O diagnóstico correto requer exame detalhado da distribuição dos sintomas na planta, inspeção da face inferior das folhas e estruturas jovens onde frequentemente pragas e patógenos se concentram, procura sistemática por sinais do agente causal incluindo micélio, pústulas, exudatos, insetos ou ácaros, consideração cuidadosa das condições ambientais e práticas de cultivo, e confirmação através de análise laboratorial quando necessário para patógenos que requerem identificação especializada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado de doenças e pragas em plantas requer abordagem multifacetada que combine práticas culturais, controle físico ou mecânico, uso de plantas resistentes ou tolerantes quando disponíveis, promoção de inimigos naturais, e quando necessário aplicação judiciosa de defensivos agrícolas respeitando normas técnicas e regulatórias (AGRIOS, 2005). A manutenção de saúde geral das plantas através de adequada nutrição, irrigação, drenagem, ventilação e higiene das instalações e ferramentas reduz significativamente a incidência e severidade de problemas fitossanitários, constituindo base sólida sobre a qual repousa qualquer programa de manejo integrado bem-sucedido (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

REFERÊNCIAS

AGRIOS, G. N. Plant pathology. 5. ed. Amsterdam: Elsevier Academic Press, 2005.

BROWN, J. K. The molecular biology of plant viruses transmitted by whiteflies. Advances in Virus Research, [S.l.], v. 74, n. 1, p. 423-473, 2010.

CUMMINS, G. B.; HIRATSUKA, Y. Illustrated genera of rust fungi. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 2003.

ELAD, Y.; WILLIAMSON, B.; TUDZYNSKI, P.; DELEN, N. Botrytis spp. and diseases they cause in agricultural systems. In: ELAD, Y.; WILLIAMSON, B.; TUDZYNSKI, P.; DELEN, N. Botrytis: biology, pathology and control. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 2004. p. 1-8.

GERSON, U.; SMILEY, R. L.; OCHOA, R. Mites for pest control. Blackwell Science, Oxford, 2003.

NEVES, P. M. O. J.; WALDER, J. M. M.; OPOSITO, A. Manual técnico de horticultura. Botucatu: UNESP, 1996.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.

HELMINTOSPORIOSE DA TRAPOEIRABA:

 A helmintosporiose da trapoeiraba, causada por fungos do gênero Bipolaris, representa uma doença foliar de importância epidemiológica significativa em Commelina benghalensis L. (trapoeiraba), espécie herbácea anual amplamente distribuída em agroecossistemas brasileiros como planta daninha de difícil controle, particularmente em cultivos de soja, milho e outras culturas anuais (LORENZI, 2000). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas e caules através da produção de lesões necróticas características e compromete a fotossíntese através de necrose foliar coalescente, resulta em redução da viabilidade da trapoeiraba como fonte primária de inóculo para disseminação de doenças em agroecossistemas (MENDES et al., 2006). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado de plantas daninhas que considere o status fitossanitário de trapoeiraba em áreas de cultivo. Este artigo apresenta a identidade e características biológicas de Bipolaris sp. conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e potencial aproveitamento no manejo integrado de Commelina benghalensis.

O gênero Bipolaris (Maugn.) Shoemaker é um fungo haplóide que produz conídios como estruturas assexuadas de reprodução e disseminação, pertencendo à família Pleosporaceae (Cochliobolus como teleomorfo), ordem Pleosporales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988; AGROCERES, 1990). Múltiplas espécies de Bipolaris foram descritas infectando diferentes hospedeiros gramincolas e outras plantas, apresentando variabilidade morfológica de conídios que permite diferenciação entre espécies em contexto laboratorial especializado (WARD et al., 1999). A espécie específica que infecta Commelina benghalensis não foi definitivamente confirmada em literatura consolidada, permanecendo registrada como Bipolaris sp. em amostra coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 22 de fevereiro de 2020 (MENDES et al., 2006). Bipolaris sp. é um fungo saprofítico obrigatório que requer presença de material vegetal morto ou senescente para completar seu ciclo de vida, apresentando características que o diferenciam de patógenos biotróficos de tecidos vivos (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988).

Commelina benghalensis é a hospedeira registrada na amostra de referência, espécie herbácea anual pertencente à família Commelinaceae, presente em agroecossistemas brasileiros onde funciona como planta daninha de importância econômica em cultivos de soja, milho, feijão e outras culturas anuais (LORENZI, 2000). A presença de Bipolaris sp. em trapoeiraba reveste-se de importância epidemiológica particular, uma vez que a trapoeiraba funciona como hospedeira alternativa e importante fonte primária de inóculo para múltiplas doenças em culturas economicamente relevantes (MENDES et al., 2006). A severidade da helmintosporiose em trapoeiraba está associada a fatores ambientais críticos incluindo temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C, alta umidade relativa do ar superior a 80%, chuvas frequentes ou irrigação por aspersão que mantêm molhamento foliar prolongado, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre plantas, e alta densidade de plantas em agroecossistemas que favorecem condições microambientais úmidas (AGROCERES, 1990; WARD et al., 1999).

As folhas infectadas por Bipolaris sp. apresentam sintomatologia característica que facilita sua diagnose em campo e diferenciação de outras doenças foliares. As lesões inicialmente apresentam formato irregular a oval, coloração marrom clara a escura com bordas bem definidas, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A coloração das lesões varia conforme estádio de desenvolvimento, apresentando inicialmente aspecto mais claro com centro necrótico que escurece progressivamente conforme envelhecimento da lesão, frequentemente com clorose bem evidente ao redor da lesão que confere aspecto de halo amarelado característico (WARD et al., 1999). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que levam ao amarelecimento progressivo da folha, seca e eventual queda foliar, reduzindo drasticamente a capacidade fotossintética de plantas infectadas (AGROCERES, 1990). A evolução para amarelecimento e seca das folhas em infecções severas conferem aspecto queimado característico que é facilmente reconhecível em campo em plantas de trapoeiraba densamente infestadas.

Os sinais microscópicos de Bipolaris sp. incluem estruturas reprodutivas características que são essenciais para identificação laboratorial precisa e diferenciação de Bipolaris de outros gêneros similares. Os conídios, estruturas assexuadas de dispersão do patógeno, apresentam formato alongado, cilíndrico, plurisseptado com múltiplos septos transversais que dividem o conídio em compartimentos celulares numerosos (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A coloração dos conídios varia de marrom-claro a castanho-escuro conforme maturidade, apresentando frequentemente ápice arredondado e base truncada que são características diagnosticantes do gênero Bipolaris (WARD et al., 1999). Quando observados sob microscopia óptica em magnificação apropriada, os conídios apresentam padrão de septação claramente visível e conteúdo granular que contrasta com a parede hialina ou ligeiramente pigmentada, estrutura que permite diferenciação de Bipolaris de gêneros morfologicamente similares como Drechslera ou Exserohilum (AGROCERES, 1990).

Bipolaris sp. completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de fungos dematiáceos saprofíticos. O fungo sobrevive primariamente em folhas e caules secos ou infectados de Commelina benghalensis presente em áreas agrícolas, onde conídios permanecem viáveis por períodos prolongados variáveis conforme condições ambientais (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A disseminação primária dos conídios ocorre através do vento que carrega estruturas leves e viáveis em longas distâncias, facilitando propagação do patógeno entre plantas de trapoeiraba próximas e distantes em agroecossistemas (WARD et al., 1999). A disseminação secundária ocorre através de respingos de chuva e água de irrigação por aspersão que dispersam conídios entre plantas adjacentes durante períodos de precipitação ou molhamento artificial (AGROCERES, 1990). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar superior a 80%, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C, e práticas agrícolas que geram sombreamento excessivo e alta densidade de plantas que reduzem ventilação natural (MENDES et al., 2006).

A presença de Bipolaris sp. em trapoeiraba reveste-se de importância particular no contexto de manejo integrado de agroecossistemas, uma vez que trapoeiraba funciona como importante "ponte verde" e hospedeira alternativa para múltiplos patógenos que afetam culturas economicamente relevantes como soja, milho e feijão (LORENZI, 2000). A trapoeiraba é frequentemente fonte primária de inóculo de doenças foliares em cultivos subsequentes, requerendo controleza eficiente antes da semeadura de culturas principais para redução de pressão de inóculo inicial nas áreas de cultivo (MENDES et al., 2006). A dessecação antecipada e manejo eficiente de plantas voluntárias de trapoeiraba reduz significativamente a população de estruturas reprodutivas de Bipolaris sp. presentes no agroecossistema, diminuindo a disseminação para cultivos comerciais adjacentes (LORENZI, 2000). A rotação de culturas que inclua períodos de pousio ou cultivo de espécies não hospedeiras reduz a viabilidade de propágulos de Bipolaris sp. no solo e restos culturais (AGROCERES, 1990). O uso de sementes sadias e de procedência certificada garante que inoculação não seja introduzida através de material de propagação contaminado (MENDES et al., 2006).

O monitoramento fitossanitário constante de áreas agrícolas para detecção precoce de trapoeiraba infectada por Bipolaris sp. permite intervenção rápida antes que disseminação massiva de propágulos ocorra para cultivos vizinhos (WARD et al., 1999). O manejo integrado de trapoeiraba considerando seu status como hospedeira de Bipolaris sp. e outros patógenos requer abordagem multifacetada incluindo práticas de controle cultural, mecânico, químico e biológico quando necessário (LORENZI, 2000). A aplicação de fungicidas registrados para controle de helmintosporioses em cultivos sensíveis oferece proteção adicional quando níveis de inóculo de Bipolaris sp. proveniente de populações de trapoeiraba são elevados (AGROCERES, 1990).

A identificação de Bipolaris sp. em amostra de trapoeiraba coletada em Urutaí, Goiás, ilustra a importância de monitoramento de plantas daninhas como reservatórios de patógenos em agroecossistemas brasileiros (MENDES et al., 2006). A presença confirmada do patógeno em trapoeiraba reforça a necessidade de controle eficiente desta planta daninha antes da semeadura de culturas economicamente relevantes, reduzindo significativamente a pressão inicial de inóculo de múltiplas doenças foliares (LORENZI, 2000). O manejo integrado de trapoeiraba que considere seu papel como hospedeira alternativa de Bipolaris sp. contribui para redução de perdas econômicas em cultivos de soja, milho, feijão e outras culturas anuais frequentemente afetadas por helmintosporioses (MENDES et al., 2006).

REFERÊNCIAS

AGROCERES. Helmintosporiose do milho. São Paulo: Sementes Agroceres, 1990. (Informativo Técnico).

LORENZI, H. Plantas daninhas do Brasil: terrestres, aquáticas, parasitas, tóxicas e medicinais. 3. ed. Nova Odessa: Instituto Plantarum, 2000.

MENDES, M. A. S.; URBEN, A. F.; CASTRO, L. H. R. Fungos em plantas e produtos vegetais no Brasil. Brasília: Embrapa, 2006.

MUCHOVEJ, J. J.; MUCHOVEJ, R. M. C.; RIBEIRO-NESIO, M. L. Taxonomia de Drechslera, Bipolaris e Exserohilum. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v. 13, n. 3, p. 211-223, 1988.

WARD, J. M. J.; STROMBERG, E. L.; NOWELL, D. C.; NUTTER JR., F. W. Gray leaf spot: a disease of global importance in maize production. Plant Disease, [S.l.], v. 83, n. 10, p. 884-895, 1999.

Gene a gene: quando o reconhecimento entre hospedeiro e patógeno define o resultado da infecção.

O modelo gene a gene, proposto por Harold H. Flor, é um dos pilares da Fitopatologia moderna. Segundo esse conceito, para cada gene de resistência (R) presente no hospedeiro existe um gene correspondente de avirulência (A) no patógeno. Quando ambos estão presentes, ocorre o reconhecimento molecular e a planta ativa seus mecanismos de defesa, impedindo o desenvolvimento da doença.

Por outro lado, quando esse reconhecimento não acontece — seja pela ausência do gene de resistência na planta ou pela ausência do gene de avirulência no patógeno — a infecção pode se estabelecer e a doença se desenvolve.

Esse modelo explica a base genética da resistência vertical, auxilia no entendimento da coevolução entre hospedeiros e patógenos e fundamenta programas de melhoramento genético voltados ao desenvolvimento de cultivares resistentes, além de orientar estratégias modernas de manejo de doenças.

Compreender essa interação é essencial para interpretar a dinâmica das epidemias, a quebra de resistência e a evolução das populações de patógenos no campo.

PODRIDÃO-DE-ESCLERÓCIODE DA SOJA:

 A podridão-de-escleróciode, causada pelo fungo Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, representa uma doença de solo de importância econômica significativa em Glycine max (L.) Merrill (soja), espécie leguminosa de relevância alimentar global e de importância estratégica na agricultura brasileira, particularmente em regiões tropicais e subtropicais onde ocorrem condições edafoclimáticas favoráveis ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). Este patógeno habitante do solo, que afeta a porção basal de plantas através da colonização de coleto, caules e raízes, resulta em perdas significativas de produtividade através da morte de plantas em estádios iniciais de desenvolvimento e tombamento de plântulas em condições de alta umidade edáfica (PUNJA, 1985). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de soja. Este artigo apresenta a identidade validada de Agroathelia rolfsii conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos comerciais.

O nome científico válido atual do agente causal é Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, com basiônimo Sclerotium rolfsii Sacc. (1883) que permanece frequentemente citado em literatura antiga de fitopatologia, confirmado em múltiplas bases internacionais de dados taxonômicos (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno pertence à família Athelieaceae, ordem Agaricales, classe Agaricomycetes e filo Basidiomycota, apresentando características de fungo basidiomiceto que produz estruturas de resistência bem definidas (ERIKSSON et al., 2006). A transferência taxonômica de Sclerotium rolfsii para o gênero Agroathelia reflete a reclassificação moderna baseada em análises filogenéticas e características ultraestruturais do patógeno, resultando na nomenclatura atualmente aceita (PUNJA, 1985). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 17 de fevereiro de 2020. A hospedeira principal é Glycine max, leguminosa de importância global para alimentação humana e animal, suscetível a infecção por Agroathelia rolfsii desde estádios iniciais de desenvolvimento quando condições edafoclimáticas são favoráveis.

Agroathelia rolfsii é um fungo polifago de ampla distribuição geográfica, capaz de infectar mais de 500 espécies vegetais pertencentes a diferentes famílias botânicas, representando um dos patógenos de solo mais destrutivos em regiões tropicais e subtropicais (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). Na soja especificamente, o patógeno está presente em todas as regiões produtoras brasileiras, apresentando variabilidade genética e agressividade que variam conforme condições de solo, temperatura, umidade e práticas de cultivo adotadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A severidade da doença em soja está associada a fatores edafoclimáticos críticos incluindo temperaturas do solo entre 25°C e 35°C, alta umidade edáfica mantida por chuva ou irrigação excessiva, solos com elevado conteúdo de matéria orgânica que favorece desenvolvimento do patógeno, cultivos contínuos de hospedeiros suscetíveis sem rotação adequada, e práticas de adensamento que reduzem ventilação natural entre plantas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno sobrevive no solo como escleródios por períodos prolongados, estruturas de resistência que podem permanecer viáveis por vários anos mesmo em ausência de hospedeiro suscetível.

Agroathelia rolfsii apresenta sintomatologia característica que permite sua identificação visual em campo, embora confirmação laboratorial seja sempre recomendada. As plantas infectadas inicialmente apresentam murcha localizada, amarelecimento progressivo de folhas iniciando do ápice, e redução do vigor geral da planta afetada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Na porção basal das plantas, observa-se desenvolvimento de micélio branco algodonozo de aspecto característico sobre o coleto, raízes e caules próximos ao nível do solo, estrutura que é praticamente patognomônica para identificação de Agroathelia rolfsii em campo (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio branco desenvolve-se rapidamente sob condições de alta umidade, formando rede densa que envolve tecidos da planta e frequentemente atravessando o coleto em padrão circunferencial (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Em infecções severas, o apodrecimento total da porção basal da planta e do sistema radicular ocorre, levando à morte rápida da planta e tombamento de plântulas em viveiros ou plantios em estádios iniciais (PUNJA; RAHE, 1992).

Os sinais microscópicos e macroscópicos diagnósticos de Agroathelia rolfsii incluem estruturas características que são essenciais para identificação laboratorial precisa. Os escleródios são estruturas de resistência esféricas a ligeiramente achatadas, apresentando coloração branca a marrom-escura variável conforme estádio de maturidade, com diâmetro variando entre 0,5 a 2,0 mm, estruturas que frequentemente cobrem o micélio das plantas infectadas (PUNJA, 1985). Os escleródios formam-se diretamente sobre o micélio das plantas hospedeiras em contato com solo ou tecido vegetal infectado, conferindo aspecto de pequenas esferas brancas a marrons que cobrem a planta infectada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Sob microscopia, os escleródios apresentam parede externa melanizada de coloração marrom-escura que contrasta com o interior hialino, estrutura que serve como proteção contra dessecação e fatores ambientais desfavoráveis (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio é hialino, septado, apresentando características ultraestruturais de basidiomiceto, estrutura que diferencia este patógeno de outros fungos de solo como Rhizoctonia solani (ERIKSSON et al., 2006).

Agroathelia rolfsii completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos de solo. O patógeno sobrevive principalmente como escleródios no solo, estruturas de resistência que germinam quando estimuladas por proximidade de raízes de hospedeiros suscetíveis ou por aumento de umidade e temperatura edáfica (PUNJA, 1985). A infecção inicia-se através da germinação de escleródios próximos a raízes ou coleto de plantas, onde o micélio em desenvolvimento penetra diretamente nos tecidos vegetais através de degradação enzimática da parede celular (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O micélio coloniza progressivamente o tecido vascular e parenquimático, levando à morte de células hospedeiras e bloqueio de transporte de água e nutrientes, resultando em murcha e morte da planta afetada (PUNJA; RAHE, 1992). A produção de escleródios ocorre abundantemente sobre tecidos infectados quando condições de umidade e temperatura são apropriadas, garantindo sobrevivência do patógeno no solo após morte da planta hospedeira (PUNJA, 1985).

O manejo integrado da podridão-de-escleróciode em soja requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de rotação de culturas, preparação do solo, seleção de sementes e quando necessário controle químico ou biológico complementar. A rotação de culturas com diversificação de espécies é a medida preventiva mais importante, pois Agroathelia rolfsii é patógeno polífago que requer presença contínua de hospedeiros suscetíveis para desenvolvimento elevado no solo, podendo ser reduzido através de períodos de pousio ou cultivo de espécies resistentes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O uso de sementes sadias de qualidade certificada garante que inoculação não seja introduzida através de material de propagação contaminado, reduzindo significativamente a infecção inicial em novos cultivos (PUNJA; RAHE, 1992). A boa drenagem e preparo adequado do solo reduzem o excesso de umidade que favorece desenvolvimento do patógeno, sendo recomendado evitar compactação de solo e criar condições que permitam drenagem adequada de água após chuvas ou irrigação (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A eliminação de restos culturais e plantas infectadas após colheita reduz a população de escleródios presentes no solo, diminuindo significativamente a pressão de inóculo disponível para infectar cultivos subsequentes (PUNJA, 1985). O controle biológico através de microrganismos antagônicos como Trichoderma spp. oferece potencial para redução de escleródios quando inoculantes são introduzidos adequadamente no solo (PUNJA; RAHE, 1992). Quando necessário, aplicação de fungicidas registrados para controle de Agroathelia rolfsii em soja oferece proteção adicional, particularmente em áreas com histórico severo da doença, devendo seguir recomendações técnicas de órgãos de extensão agrícola (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação de crescimento micelial característico branco-algodonozo, produção de escleródios de coloração e tamanho diagnóstico, e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Agroathelia rolfsii (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992).

Agroathelia rolfsii representa um desafio fitossanitário significativo em soja, com impacto direto na viabilidade de plantios comerciais, particularmente em regiões com clima quente e úmido favorável ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A adoção integrada de medidas — incluindo rotação de culturas com diversificação de espécies, uso de sementes certificadas sadias, boa drenagem e preparo adequado de solo, eliminação de restos culturais e plantas infectadas, controle biológico quando viável, e aplicações de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno polífago que compromete a viabilidade de plantas em estádios críticos de desenvolvimento (PUNJA; RAHE, 1992). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao cultivo de soja nas diferentes regiões de produção brasileiras, particularmente em áreas com histórico conhecido da doença.

REFERÊNCIAS

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

PUNJA, Z. K. The biology, ecology and control of Sclerotium rolfsii. Annual Review of Phytopathology, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 97-127, 1985.

PUNJA, Z. K.; RAHE, J. E. Sclerotium (Athelia) rolfsii: biology and pathology. Advances in Plant Pathology, [S.l.], v. 8, n. 1, p. 109-151, 1992.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.

MANCHA-DE-PHYLLACHORA DA GRAMA-BATATAIS

 A mancha-de-Phyllachora da grama-batatais, causada pelo fungo Phyllachora paspalicola P. Henn., representa uma doença foliar de importância significativa em Paspalum notatum Flüggé (grama-batatais), espécie graminea perene amplamente utilizada em pastagens de clima tropical e subtropical, gramados ornamentais e sistemas de recuperação de áreas degradadas no Brasil (MINTER; SAMUELS, 1981; BARBOSA, 2006). Este patógeno biotrófico obrigatório, que afeta a qualidade estética das folhas através da produção de estruturas características em forma de mancha negra elevada e compromete a fotossíntese através de necrose foliar localizada, resulta em redução significativa do vigor e qualidade visual de pastagens e gramados em regiões de clima tropical úmido (ERIKSSON et al., 2006). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de forragem e manutenção de áreas gramadas. Este artigo apresenta a identidade validada de Phyllachora paspalicola conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em pastagens e gramados.

O nome científico válido do agente causal é Phyllachora paspalicola P. Henn., fungo ascomiceto pertencente à família Phyllachoraceae, ordem Capnodiales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno específico de gramíneas do gênero Paspalum (MINTER; SAMUELS, 1981; ERIKSSON et al., 2006). A autoridade taxonômica é Hennings (P. Henn.) que descreveu o patógeno em trabalhos originais do final do século XIX, refletindo o histórico nomenclatural desta doença em literatura botânica europeia (MINTER; SAMUELS, 1981). Phyllachora paspalicola é um fungo biotrófico obrigatório que forma estruturas reprodutivas características chamadas pseudotécios ou peritécios imersas em tecido foliar infectado, estruturas que contêm ascos cilíndricos a clavados capazes de produzir 4 a 8 ascósporos por asco (ERIKSSON et al., 2006). A hospedeira principal e praticamente única é Paspalum notatum, gramínea perene originária da América do Sul, amplamente utilizada em pastagens extensivas e intensivas de regiões tropicais brasileiras (BARBOSA, 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, indicando presença bem estabelecida do patógeno em regiões de Cerrado brasileiro (MINTER; SAMUELS, 1981).

Phyllachora paspalicola é um fungo específico de hospedeiro, infectando praticamente exclusivamente Paspalum notatum, apresentando padrão de especificidade elevada que facilita sua identificação e distinção de outras doenças de gramados e pastagens (ERIKSSON et al., 2006). A severidade da doença em pastagens de grama-batatais está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar superior a 90%, temperaturas moderadas entre 18°C e 28°C, períodos prolongados de molhamento foliar por chuva ou orvalho, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e drenagem inadequada do solo que mantém ambiente microambiente permanentemente úmido (MINTER; SAMUELS, 1981). A distribuição geográfica do patógeno é cosmopolita em regiões tropicais e subtropicais, com registros bem documentados em pastagens e gramados de diferentes países das Américas (ERIKSSON et al., 2006).

As folhas infectadas por Phyllachora paspalicola apresentam sintomatologia característica que é relativamente fácil de diagnosticar em campo devido ao aspecto visual distintivo das estruturas do patógeno. As manchas foliares inicialmente apresentam formato circular a elíptico, tamanho pequeno, coloração castanho-escura a negra, distribuindo-se ao longo da lâmina foliar sobre as nervuras principais onde a infecção progride preferentemente (MINTER; SAMUELS, 1981). O centro das lesões desenvolve estruturas negras, rugosas e levemente elevadas que correspondem aos pseudotécios imersamente dispostos na epiderme e tecido subepidérmico, conferindo aspecto característico em forma de "mancha negra" que dá nome comum à doença (ERIKSSON et al., 2006). A coloração das lesões varia conforme estádio de desenvolvimento, apresentando inicialmente aspecto mais claro que escurece progressivamente conforme o pseudotécio amadurece e libera ascósporos (MINTER; SAMUELS, 1981). Em infecções severas, múltiplas lesões distribuem-se abundantemente sobre a superfície foliar levando à coalescência, necrose progressiva de tecido foliar, amarelecimento e desfolha precoce, reduzindo drasticamente a qualidade estética de gramados e a capacidade fotossintética de pastagens (ERIKSSON et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Phyllachora paspalicola incluem estruturas reprodutivas características do ascomiceto que são definitivas para identificação laboratorial. O patógeno produz pseudotécios ou estruturas negras imersas na epiderme foliar, envolvidas por setae hialinas que irradiam ao redor, conferindo aspecto característico em preparações microscópicas (MINTER; SAMUELS, 1981). Internamente, os pseudotécios contêm ascos cilíndricos a clavados, com paredes espessas, organizados em arranjo específico do gênero Phyllachora, cada asco capaz de conter 4 a 8 ascósporos dependendo da maturidade (ERIKSSON et al., 2006). Os ascósporos são elipsoides, hialinos a levemente pigmentados, apresentando geralmente 1 a 3 septos transversais que dividem o conteúdo em compartimentos celulares, estrutura diagnóstica importante para confirmação de identidade do patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). Setae hialinas cilíndricas de paredes espessas estão associadas aos pseudotécios, e frequentemente setae hialinas menores são observadas em lâminas microscópicas, estruturas que aumentam a certeza diagnóstica (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos biotrófico obrigatório. O fungo sobrevive primariamente em folhas infectadas e restos vegetais presentes no solo e sobre plantas hospedeiras vivas de grama-batatais, onde as estruturas reprodutivas dos ascósporos permanecem dormentes durante períodos desfavoráveis (MINTER; SAMUELS, 1981). A liberação dos ascósporos ocorre predominantemente durante períodos de alta umidade relativa do ar e precipitação pluvial, quando a chuva estimula a liberação de esporos através dos óstios dos pseudotécios, estruturas que funcionam como poros de saída especializados (ERIKSSON et al., 2006). A disseminação dos ascósporos ocorre principalmente pelo vento que carrega essas estruturas leves através da vegetação, enquanto disseminação em curta distância ocorre através de respingos de água durante eventos de chuva que dispersam ascósporos entre folhas adjacentes e plantas vizinhas (MINTER; SAMUELS, 1981). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por ambientes úmidos onde há molhamento foliar frequente e prolongado, redução da ventilação natural entre plantas de grama-batatais, temperaturas moderadas típicas de regiões tropicais, e sombreamento excessivo que reduz a secagem rápida de folhas após períodos de chuva ou irrigação (ERIKSSON et al., 2006).

O manejo integrado da mancha-de-Phyllachora em pastagens e gramados de grama-batatais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene cultural, ambientais e quando necessário químicas complementares. O uso de mudas sadias provenientes de viveiros com procedência certificada é a medida preventiva mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (MINTER; SAMUELS, 1981). A manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitando o excesso de umidade que favorece o patógeno, reduz significativamente a severidade da doença através da manutenção de plantas vigorosas com capacidade defensiva aumentada (ERIKSSON et al., 2006). O evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração do solo através de adequada drenagem reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes, criando ambiente menos favorável ao patógeno biotrófico obrigatório (MINTER; SAMUELS, 1981). A remoção e descarte de restos de folhas e material infectado reduz significativamente a população de pseudotécios presentes no ambiente, diminuindo a pressão de inoculação primária para novo crescimento foliar (ERIKSSON et al., 2006). O monitoramento regular de pastagens e gramados para detecção precoce de focos de doença permite intervenção rápida antes que perdas significativas de qualidade ocorram (MINTER; SAMUELS, 1981). Quando necessário, realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para uso em gramados oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença em regiões onde a umidade relativa permanentemente elevada favorece infecções contínuas (ERIKSSON et al., 2006).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (pseudotécios negros elevados com setae hialinas irradiadas, ascos cilíndricos a clavados contendo 4 a 8 ascósporos elipsoides com 1 a 3 septos transversais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Phyllachora paspalicola (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola representa um desafio fitossanitário significativo em pastagens de grama-batatais e gramados ornamentais em regiões de clima tropical úmido, com impacto direto no vigor, qualidade e valor ornamental de áreas gramadas afetadas (MINTER; SAMUELS, 1981). A adoção integrada de medidas — incluindo manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração, remoção de restos de material infectado, monitoramento regular da incidência de doença, e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno biotrófico que compromete a fotossíntese e qualidade estética de pastagens e gramados (ERIKSSON et al., 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao manejo de pastagens de grama-batatais nas diferentes regiões de produção brasileiras.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. E. Aspectos da sustentabilidade em florestas plantadas: o manejo integrado de pragas e doenças. Revista Científica Eletrônica de Engenharia Florestal, [S.l.], v. 4, n. 1, p. 1-15, 2006.

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

MINTER, D. W.; SAMUELS, G. J. Preliminary account of Phyllachora and related genera in tropical America. Mycotaxon, [S.l.], v. 13, n. 1, p. 325-355, 1981.

FERRUGEM DO GUACO: IDENTIFICAÇÃO de doença de planta medicinal

 A ferrugem do guaco, causada pelo fungo Puccinia mikaniae (Speg.) Arthur, representa uma doença foliar de importância significativa em Mikania glomerata Spreng. (guaco), espécie herbácea perene nativa do Brasil pertencente à família Asteraceae, amplamente utilizada em sistemas de fitofarmácia, medicina tradicional e cultivos medicinais comerciais (LORENZI; MATOS, 2002; RODRIGUES, 2006). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas através da produção de pústulas características e compromete a fotossíntese e a acumulação de princípios ativos medicinais, resulta em redução significativa da produtividade e valor comercial de plantas cultivadas para uso medicinal (SPEEGAZZINI, 1889; ARTHUR, 1934). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de cultivo medicinal. Este artigo apresenta a identidade validada de Puccinia mikaniae conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos de plantas medicinais.

O nome científico válido atual do agente causal é Puccinia mikaniae (Speg.) Arthur, basidiomiceto pertencente à ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, classe Pucciniomycetes e filo Basidiomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno de importância em Asteraceae (ARTHUR, 1934; CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A autoridade taxonômica é Arthur em 1934, com basiônimo Aecidium mikaniae Speg. descrito por Spegazzini em 1889, refletindo o histórico nomenclatural desta ferrugem em literatura botânica europeia (SPEEGAZZINI, 1889; ARTHUR, 1934). Puccinia mikaniae é um fungo microcíclico que produz principalmente urediniósporos como estruturas de reprodução assexuada, sendo estas as estruturas responsáveis pela disseminação rápida em cultivos medicinais durante a estação de crescimento (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A hospedeira principal é Mikania glomerata, planta herbácea perene originária de regiões tropicais e subtropicais da América do Sul, pertencente à família Asteraceae, espécie importante na fitofarmácia tradicional brasileira (LORENZI; MATOS, 2002).

A amostra de referência do patógeno foi coletada em Brasília, Distrito Federal, Brasil, em 27 de julho de 2019, indicando presença documentada do patógeno em regiões de clima tropical e subtropical do Brasil Central (RODRIGUES, 2006). Puccinia mikaniae é um fungo obrigatoriamente parasita de Mikania glomerata, apresentando especificidade de hospedeiro que facilita sua identificação e distinção de outras ferrugens de plantas medicinais (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A severidade da doença em cultivos de guaco está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e cultivos adensados que favorecem condições microambientais úmidas (LORENZI; MATOS, 2002).

As folhas infectadas por Puccinia mikaniae apresentam sintomatologia característica que facilita sua diagnose em campo. As pústulas inicialmente apresentam formato circular a ligeiramente irregular, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa, com coloração alaranjada a marrom clara no estádio inicial (SPEEGAZZINI, 1889). O centro das pústulas apresenta coloração marrom escura bem definida, conferindo aspecto característico quando observadas a lente de aumento ou microscopicamente, facilitando sua distinção de outras doenças foliares (ARTHUR, 1934). Com o tempo, as pústulas rompem a epiderme foliar e liberam urediniósporos, estruturas de cor alaranjada que conferem à pústula aspecto poudré ou pulverulento típico de ferrugens (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Em infecções severas, múltiplas pústulas coalescem resultando em necrose de grandes áreas foliares, levando ao amarelecimento, seca e queda prematura de folhas, reduzindo drasticamente a capacidade fotossintética e a qualidade da matéria medicinal (LORENZI; MATOS, 2002).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Puccinia mikaniae incluem estruturas reprodutivas características que são definitivas para identificação laboratorial. Os urediniósporos, estruturas assexuadas de disseminação, apresentam formato globoso a elipsoide, com tamanho variável entre 20 a 35 μm de diâmetro, superfície ornamentada com estrutura equinulada que confere aspecto espiculoso sob microscopia eletrônica (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Os basídios, estruturas reprodutivas sexuadas, apresentam formato clavado ou cilíndrico, com quatro esterígmata de onde se originam os basidiósporos, estruturas de reprodução sexuada que completam o ciclo vital do patógeno (ARTHUR, 1934). Quando observados sob microscopia eletrônica de varredura, os basídios tetrasporicos apresentam características estruturais distintas que permitem confirmação definitiva de identidade do patógeno no contexto da ordem Pucciniales (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

Puccinia mikaniae completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de ferrugens microcíclicas. A disseminação primária ocorre principalmente pelo vento que carrega urediniósporos leves e viáveis através de longas distâncias, facilitando introdução do patógeno em novos cultivos medicinais (SPEEGAZZINI, 1889). Os urediniósporos são produzidos em estruturas especializadas chamadas uredinias ou pústulas que emergem através da epiderme foliar das plantas infectadas, liberando abundância de esporos em condições de alta umidade (ARTHUR, 1934). O patógeno sobrevive em plantas hospedeiras vivas, em especial em Mikania glomerata cultivada continuamente para uso medicinal, e também em restos vegetais deixados no campo após colheita (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas de 15°C a 25°C, e redução de ventilação natural entre plantas cultivadas em sistemas de adensamento inadequado (LORENZI; MATOS, 2002).

O manejo integrado da ferrugem do guaco em cultivos medicinais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene, culturais e quando necessário químicas complementares. O uso de mudas sadias e livres de patógenos é a medida preventiva mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado proveniente de fornecedores de má qualidade fitossanitária (LORENZI; MATOS, 2002). A remoção e destruição sistemática de folhas infectadas reduz significativamente a população de urediniósporos presentes no cultivo medicinal, diminuindo a pressão de inoculação secundária entre plantas próximas (ARTHUR, 1934). A manutenção de bom espaçamento entre plantas cultivadas de guaco, conseguida através de desrama e poda adequada, promove ventilação natural que reduz a duração do molhamento foliar após períodos de chuva ou irrigação (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O evitar excesso de umidade e molhamento foliar prolongado através de irrigação localizada ao nível do solo e redução de sombreamento quando climaticamente viável, reduz significativamente as condições ambientais favoráveis ao patógeno (LORENZI; MATOS, 2002). A realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para plantas medicinais, quando necessárias durante períodos de alta pressão de doença, oferece proteção adicional aos cultivos (RODRIGUES, 2006). O monitoramento regular de plantas em produção permite detecção precoce de focos de ferrugem, possibilitando isolamento imediato de plantas infectadas e redução de disseminação para indivíduos vizinhos (ARTHUR, 1934).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (pústulas alaranjadas com centro marrom escuro, urediniósporos globosos a elipsoides com superfície equinulada, basídios clavados tetrasporicos), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Puccinia mikaniae (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

Puccinia mikaniae representa um desafio fitossanitário significativo em cultivos medicinais de guaco, com impacto direto na qualidade e quantidade de matéria medicinal disponível para colheita e processamento (LORENZI; MATOS, 2002). A adoção integrada de medidas — incluindo uso de mudas certificadas sadias, remoção sistemática de material infectado, manutenção de bom espaçamento entre plantas, evitar molhamento foliar prolongado, aplicações preventivas de fungicidas quando necessário, e monitoramento regular da incidência de ferrugem — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno que compromete a fotossíntese e a acumulação de princípios ativos medicinais (RODRIGUES, 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural especializados em plantas medicinais para orientações específicas ao cultivo de guaco nas diferentes regiões de produção brasileiras.

REFERÊNCIAS

ARTHUR, J. C. Manual of the rusts in United States and Canada. Lafayette: Purdue Research Foundation, 1934.

CUMMINS, G. B.; HIRATSUKA, Y. Illustrated genera of rust fungi. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 2003.

LORENZI, H.; MATOS, F. J. A. Plantas medicinais no Brasil: nativas e exóticas. Nova Odessa: Instituto Plantarum, 2002.

RODRIGUES, V. E. G. Plantas medicinais brasileiras: estudo etnobotânico, fitoquímico e farmacológico. Lavras: Universidade Federal de Lavras, 2006.

SPEEGAZZINI, C. Fungi guaranitici: pugillo quintus. Anales de la Sociedad Científica Argentina, Buenos Aires, v. 28, n. 1, p. 183-193, 1889.

CAPIM-COLONIÃO (Megathyrsus maximus): IDENTIDADE BOTÂNICA, CLASSIFICAÇÃO TAXONÔMICA E RELEVÂNCIA AGRONÔMICA

 O capim-colonião, conhecido cientificamente como Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs, representa uma das gramíneas forrageiras tropicais mais importantes para sistemas de produção animal em regiões tropicais e subtropicais brasileiras, oferecendo elevado potencial produtivo de matéria seca e boa adaptação a condições edafoclimáticas variáveis (VICENTE-CHANDLER et al., 1974; JANK et al., 2014). Esta espécie perene, cespitosa, originária da África, apresenta ampla distribuição geográfica no Brasil onde é amplamente cultivada em pastagens de corte e pastejo, em sistemas de pecuária leiteira e de corte (JANK et al., 2014). A identificação precisa da espécie e compreensão de sua classificação taxonômica são fundamentais para o adequado manejo agrícola, seleção de cultivares melhoradas e implementação de estratégias de produção animal eficientes. Este artigo apresenta a identidade botânica validada de Megathyrsus maximus conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Plants of the World Online, World Flora Online, USDA) e literatura científica consolidada, além de informações sobre sua importância agronômica e manejo em sistemas de produção.

O nome científico aceito atualmente é Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs, com basiônimo Panicum maximum Jacq. (1789) que permanece amplamente utilizado na literatura agronômica e fitopatológica brasileira, conforme confirmado pelo Plants of the World Online (Kew Gardens) e World Flora Online (USDA, 2024). Durante décadas, a espécie foi taxonomicamente designada como Panicum maximum Jacq., nomenclatura que persiste em grande parte da literatura brasileira de agronomia, fitopatologia e manejo de plantas daninhas, refletindo a história nomenclatural complexa desta gramínea (JANK et al., 2014). Após revisões taxonômicas baseadas em análises filogenéticas e caracteres morfológicos, a espécie foi transferida para o gênero Megathyrsus pela primeira vez por Simon & Jacobs em 2006, resultando na denominação atualmente aceita Megathyrsus maximus (B.K.SIMON & S.W.L.JACOBS, 2006). A espécie pertence à família Poaceae, subfamília Panicoideae, tribo Panicaceae, representando uma das espécies mais importantes de forrageiras tropicais cultivadas (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

A classificação taxonômica completa de Megathyrsus maximus posiciona a espécie dentro da hierarquia botânica moderna como segue: Reino Plantae, Divisão Tracheophyta, Classe Liliopsida, Ordem Poales, Família Poaceae, Subfamília Panicoideae, Tribo Panicaceae, Gênero Megathyrsus, Espécie Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs (CLAYTON; RENVOIZE, 1986). O gênero Megathyrsus caracteriza-se por gramíneas com inflorescências paniculadas complexas, espiguetas bissexuadas, glumas desiguais, e florete fértil com textura coriácea, características que o diferenciam do gênero Panicum onde historicamente a espécie foi classificada (SIMON; JACOBS, 2006). O epíteto específico maximus refere-se ao grande porte da planta e ao tamanho elevado de suas estruturas reprodutivas, características que diferenciam Megathyrsus maximus de outras espécies do gênero com menor potencial produtivo (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

Megathyrsus maximus é uma gramínea tropical perene, cespitosa, originária do continente africano, apresentando características botânicas e morfológicas que a adaptam particularmente bem a condições tropicais e subtropicais de cultivo (JANK et al., 2014). A espécie apresenta sistema radicular profundo e desenvolvido, permitindo exploração eficiente de água e nutrientes em perfil de solo, conferindo boa tolerância a períodos de estiagem moderada quando comparada a outras forrageiras tropicais (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). As folhas são longas, lanceoladas, com lâmina foliar ampla e bainha bem desenvolvida, características que contribuem para elevada produção de matéria seca destinada à alimentação animal (JANK et al., 2014). A inflorescência é uma panícula composta, ampla, com muitas ramificações secundárias, conferindo aspecto de "vassoura" ou "penachão" quando em estádio de maturação reprodutiva, característica visual que facilita sua identificação em campo (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

A importância agronômica de Megathyrsus maximus em sistemas de produção animal tropical é reconhecida há décadas, com ampla documentação de seu comportamento produtivo, valor nutritivo e resposta ao manejo em diferentes regiões brasileiras (JANK et al., 2014). A espécie apresenta elevado potencial produtivo de matéria seca, podendo produzir entre 15 a 25 toneladas de matéria seca por hectare por ano dependendo de condições edafoclimáticas, manejo de defolhação e fertilização (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). A produção de forragem é particularmente elevada em regiões de clima tropical úmido onde a disponibilidade de água não é limitante, enquanto em regiões com estações secas pronunciadas a produção reduz significativamente durante períodos de deficiência hídrica (JANK et al., 2014). A capacidade de tolerância a solos de média a baixa fertilidade, embora inferior a outras forrageiras melhoradas, torna Megathyrsus maximus viável para cultivo em áreas com limitações edáficas moderadas (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

O valor nutritivo de Megathyrsus maximus para alimentação animal é considerado moderado a bom quando a planta é colhida em estádios vegetativos ou de pré-florescimento, apresentando digestibilidade e conteúdo proteico que variam conforme idade da forragem no momento da colheita (JANK et al., 2014). A digestibilidade in vitro da matéria orgânica de forragem jovem pode atingir valores de 55 a 65%, reduzindo para 45 a 50% em estádios mais avançados de maturidade quando lignificação de tecidos aumenta significativamente (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). O conteúdo proteico bruto em forragem jovem situa-se entre 10 a 14% da matéria seca, reduzindo para 6 a 8% conforme a planta amadurece e realoca nutrientes para estruturas reprodutivas (JANK et al., 2014). A composição mineral de Megathyrsus maximus é geralmente adequada para alimentação de ruminantes, embora deficiências de alguns micronutrientes como cobre e cobalto possam ocorrer em solos com baixa concentração desses elementos (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

O manejo de Megathyrsus maximus para otimizar produtividade e longevidade de pastagens requer compreensão de seu padrão de crescimento, resposta ao pastejo, e exigências de fertilização. A altura de corte ou pastejo recomendada situa-se entre 20 a 30 cm para manutenção do vigor e capacidade de rebrota da planta, com intervalo de descanso entre defoliações variando entre 25 a 35 dias dependendo de condições de crescimento (JANK et al., 2014). A resposta a adubação nitrogenada é elevada, com incrementos de produção bem documentados quando doses de 100 a 300 kg de N por hectare por ano são aplicadas, dependendo do sistema de produção e objetivos de cultivo (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). A capacidade de Megathyrsus maximus de suportar cargas animais elevadas quando adequadamente manejada a torna particularmente atrativa para sistemas de pecuária intensiva em regiões tropicais brasileiras (JANK et al., 2014). A espécie apresenta boa recuperação após períodos de seca moderada quando manejo e fertilização foram adequados anteriormente, embora períodos prolongados de estiagem possam resultar em morte de perfilhos e redução da cobertura de solo (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

Importante ressaltar que na literatura agronômica brasileira histórica, particularmente em trabalhos antigos de fitopatologia e manejo de plantas daninhas, ainda é muito comum encontrar a denominação Panicum maximum Jacq. para referir-se à mesma espécie. Ambas as nomenclaturas Panicum maximum e Megathyrsus maximus referem-se à mesma espécie biológica, porém Megathyrsus maximus é o nome científico atualmente aceito pelos principais bancos de dados taxonômicos mundiais como Plants of the World Online (Kew Gardens) e World Flora Online (USDA), refletindo revisões taxonômicas baseadas em análises filogenéticas modernas (PLANTS OF THE WORLD ONLINE, 2024).

REFERÊNCIAS

CLAYTON, W. D.; RENVOIZE, S. A. Genera Graminum: grasses of the world. Kew: Royal Botanic Gardens, 1986.

JANK, L.; BARRIOS, S. C.; VALLE, C. B. do; SIMEÃO, R. M.; ALVES, G. F. Variability of Brachiaria and Panicum maximum genotypes for tropical pasture. Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v. 43, n. 6, p. 313-318, 2014.

PLANTS OF THE WORLD ONLINE. Megathyrsus maximus. Disponível em: http://www.plantsoftheworldonline.org. Acesso em: 14 jul. 2026.

SIMON, B. K.; JACOBS, S. W. L. Megathyrsus, a new genus of Poaceae. Telopea, Sydney, v. 11, n. 2, p. 319-328, 2006.

VICENTE-CHANDLER, J.; ABRUNA, F.; CARO-COSTAS, R.; FIGARELLA, J.; SILVA, S.; PEARSON, R. W. Intensive grassland management in the humid tropics of Puerto Rico. Pastos y Forrajes, Havana, v. 6, n. 1, p. 1-125, 1974.

CROSTA-NEGRA DO JACARANDÁ-MINEIRO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

 

CROSTA-NEGRA DO JACARANDÁ-MINEIRO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A crosta-negra do jacarandá-mineiro, causada pelo fungo Phyllachora coccodes (Fr.) Munk, representa uma doença foliar de importância significativa em Machaerium villosum Vogel (jacarandá-mineiro), espécie arbórea nativa do Brasil pertencente à família Fabaceae, amplamente utilizada em reflorestamentos, paisagismo e recuperação de áreas degradadas em regiões de Cerrado (BARBOSA, 2006). Este patógeno, que afeta a qualidade estética das folhas através da produção de estruturas características em forma de crosta negra elevada e compromete a fotossíntese através de necrose foliar, resulta em redução significativa do vigor e produtividade de árvores em viveiros e plantios florestais estabelecidos (MINTER; SAMUELS, 1981). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção florestal e restauração ecológica. Este artigo apresenta a identidade validada de Phyllachora coccodes conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em plantios florestais.

O nome científico válido atual do agente causal é Phyllachora coccodes (Fr.) Munk, com basiônimo Sphaeria coccodes Fr. (1823) e confirmação em múltiplas bases internacionais incluindo Index Fungorum com número IF 120346 (ERIKSSON et al., 2006). O patógeno pertence à família Phyllachoraceae, ordem Phyllachorales, classe Ascomycetes e filo Ascomycota, apresentando características morfológicas e biológicas que o colocam entre os patógenos mais bem estudados de folhas em ambientes florestais e paisagísticos (MINTER; SAMUELS, 1981). Phyllachora coccodes é um ascomiceto biotrófico obrigatório que forma estruturas reprodutivas características chamadas estáquios ou perithecia imersas em tecido foliar infectado (ERIKSSON et al., 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 17 de setembro de 2019. A hospedeira principal é Machaerium villosum, árvore arbórea caducifólia originária de matas ciliares do Brasil Central, pertencente à família Fabaceae, com madeira de alta qualidade e importância em programas de conservação de Cerrado.

Phyllachora coccodes é um fungo polífago capaz de infectar múltiplas espécies arbóreas e herbáceas pertencentes à família Fabaceae e outras famílias botânicas, apresentando distribuição geográfica cosmopolita em regiões tropicais e temperadas (MINTER; SAMUELS, 1981). Na América do Sul, o patógeno apresenta ampla ocorrência documentada em diferentes hospedeiros florestais, com registros bem estabelecidos em várias espécies de importância econômica e ecológica (ERIKSSON et al., 2006). A severidade da doença em Machaerium villosum está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, chuva frequente, temperaturas moderadas, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e a presença de folhas caídas e restos vegetais que servem como inóculo persistente (MINTER; SAMUELS, 1981).

As folhas infectadas por Phyllachora coccodes apresentam sintomatologia característica que é relativamente fácil de diagnosticar em campo devido ao aspecto visual distintivo das estruturas do patógeno. As manchas foliares inicialmente apresentam coloração marrom-clara a marrom-escura, formato circular a ligeiramente irregular, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa ou agrupada (MINTER; SAMUELS, 1981). O centro das lesões desenvolve estruturas negras, rugosas e levemente elevadas que correspondem aos estáquios do fungo (corpos frutíferos onde se desenvolvem os ascos), conferindo aspecto característico em forma de "crosta negra" que dá nome à doença (ERIKSSON et al., 2006). Frequentemente as lesões apresentam um halo amarelado bem evidente ao redor do centro necrótico escuro, facilitando a identificação visual em campo mesmo sem auxílio de lente de aumento (MINTER; SAMUELS, 1981). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que podem envolver grande porcentagem da lâmina foliar, levando à desfolha precoce e redução drástica da capacidade fotossintética da árvore afetada (ERIKSSON et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Phyllachora coccodes incluem estruturas reprodutivas características do ascomiceto que são definitivas para identificação laboratorial. O patógeno produz ascos bitunicados, cilíndricos a clavados, dispostos dentro de estruturas reproductivas chamadas peritécios ou estáquios que estão imersas em tecido foliar infectado (MINTER; SAMUELS, 1981). Cada asco contém tipicamente 8 ascósporos, estruturas reprodutivas sexuadas hialinos a levemente azulados com formato elipsoide, apresentando geralmente 1 a 3 septos transversais que dividem o conteúdo em compartimentos celulares (ERIKSSON et al., 2006). Quando imaduros, os ascósporos frequentemente contêm uma gota oleosa conspícua em seu interior, estrutura diagnosticante importante para confirmação de identidade do patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). A parede dos ascos é bitunicada, ou seja, apresenta duas camadas distintas, característica fundamental que coloca Phyllachora coccodes na família Phyllachoraceae dentro da ordem Phyllachorales (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora coccodes completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos biotrófico obrigatório. O fungo sobrevive primariamente em folhas infectadas e restos vegetais presentes no solo e sobre plantas hospedeiras, onde as estruturas reprodutivas dos ascos permanecem dormentes durante períodos desfavoráveis (MINTER; SAMUELS, 1981). A liberação dos ascósporos ocorre predominantemente durante períodos de alta umidade e precipitação pluvial, quando a chuva estimula a liberação de esporos através dos óstios dos perithecia (ERIKSSON et al., 2006). A disseminação dos ascósporos em longa distância ocorre principalmente pelo vento que carrega essas estruturas leves através da vegetação, enquanto disseminação em curta distância ocorre através de respingos de água durante eventos de chuva que dispersam esporos entre folhas adjacentes (MINTER; SAMUELS, 1981). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por ambientes úmidos e sombreados onde há molhamento foliar frequente e prolongado, redução da ventilação natural, e temperaturas moderadas típicas de viveiros com sombreamento inadequado ou plantios florestais densos (ERIKSSON et al., 2006).

O manejo integrado da crosta-negra do jacarandá-mineiro requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene cultural, ambientais e quando necessário químicas complementares. A remoção e destruição de folhas caídas e restos vegetais é a medida preventiva mais importante, reduzindo significativamente a população de peritécios e ascósporos disponíveis como inoculação primária para infeccionar novo crescimento foliar (MINTER; SAMUELS, 1981). A manutenção de boa circulação de ar entre plantas cultivadas em viveiro, conseguida através de espaçamento adequado e redução de sombreamento excessivo quando climaticamente viável, reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes (ERIKSSON et al., 2006). O evitar irrigação por aspersão que molha as folhas, combinado com irrigação localizada ao nível do solo que mantém o ambiente foliar mais seco, reduz as condições ambientais favoráveis ao patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). O uso de mudas sadias provenientes de viveiros com procedência certificada garante que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (ERIKSSON et al., 2006). O monitoramento regular de plantas em viveiro e plantios estabelecidos permite detecção precoce de focos de doença e isolamento imediato de plantas infectadas, reduzindo disseminação para indivíduos vizinhos (MINTER; SAMUELS, 1981). Quando necessário, realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para uso em plantas florestais e nativas oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença (ERIKSSON et al., 2006).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (perithecia negros elevados, ascos bitunicados cilíndricos a clavados contendo 8 ascósporos hialinos com septos transversais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Phyllachora coccodes (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora coccodes representa um desafio fitossanitário significativo em viveiros de produção de Machaerium villosum e em plantios florestais estabelecidos, com impacto direto no vigor, qualidade e produtividade de árvores afetadas (MINTER; SAMUELS, 1981). A adoção integrada de medidas — incluindo remoção e destruição de resíduos foliares infectados, manutenção de boa circulação de ar, evitar molhamento foliar prolongado, uso de mudas sadias certificadas, monitoramento regular da incidência de doença, e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno biotrófico que compromete a fotossíntese e vigor de plantas florestais (ERIKSSON et al., 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia florestal e extensão rural para orientações específicas aos programas de reflorestamento e restauração ecológica com jacarandá-mineiro.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. E. Aspectos da sustentabilidade em florestas plantadas: o manejo integrado de pragas e doenças. Revista Científica Eletrônica de Engenharia Florestal, [S.l.], v. 4, n. 1, p. 1-15, 2006.

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

MINTER, D. W.; SAMUELS, G. J. Preliminary account of Phyllachora and related genera in tropical America. Mycotaxon, [S.l.], v. 13, n. 1, p. 325-355, 1981.