Ferrugem-branca do caruru (Wilsoniana bliti, sin. Albugo bliti, em Amaranthus spp.)

Introdução

O gênero Amaranthus L. (Amaranthaceae) reúne espécies de expressiva relevância agrícola no Brasil, tanto na condição de plantas daninhas de manejo complexo em lavouras de soja, milho e algodão quanto, em menor escala, como hortaliça foliar de valor nutricional reconhecido em diferentes regiões tropicais e subtropicais do mundo (PONNAM et al., 2023). Entre os patógenos que acometem espécies deste gênero, destaca-se um oomiceto biotrófico obrigado historicamente conhecido como Albugo bliti (Biv.) Kuntze, agente causal da ferrugem-branca ou branquial-branco do caruru, doença que se manifesta por pústulas esbranquiçadas na face abaxial das folhas e que compromete tanto a fisiologia foliar quanto o valor comercial de amarantos cultivados como hortaliça (LEE; LEE; CHOI, 2020; PONNAM et al., 2023). A revisão taxonômica conduzida por Thines e Spring (2005), fundamentada em análises filogenéticas moleculares de rDNA da subunidade grande (LSU) e em reexame morfológico detalhado dos oósporos, demonstrou que o gênero Albugo sensu lato constituía um agrupamento polifilético, o que motivou a segregação de três linhagens em nível genérico — Albugo sensu stricto, Pustula e Wilsoniana — sendo esta última destinada a acomodar as ferrugens-brancas parasitas de hospedeiros da ordem Caryophyllales, incluindo a família Amaranthaceae (THINES; SPRING, 2005). Em decorrência dessa recombinação nomenclatural, o agente causal da ferrugem-branca do caruru passou a ser válida e cientificamente denominado Wilsoniana bliti (Biv.) Thines, mantendo-se inalterados o organismo, sua morfologia e sua gama de hospedeiros originalmente descritos sob o binômio Albugo bliti (THINES; SPRING, 2005; VOGLMAYR; RIETHMÜLLER, 2006). O objetivo do presente texto é sistematizar, à luz da literatura científica consolidada, os principais aspectos etiológicos, biológicos, epidemiológicos e fitossanitários dessa enfermidade, oferecendo subsídio técnico atualizado para sua diagnose e manejo.

Desenvolvimento

Etiologia e posição taxonômica

A classificação de Wilsoniana bliti insere-se no domínio Chromista, no filo Oomycota, sendo o organismo posicionado, após a revisão de Thines e Spring (2005), na nova ordem Albuginales e na família Albuginaceae, distinta da ordem Peronosporales sensu lato à qual tradicionalmente se associavam os oomicetos biotróficos causadores de ferrugens-brancas e mílulas (THINES; SPRING, 2005; FAWKE; DOUMANE; SCHORNACK, 2015). O nome específico bliti preserva o epíteto original cunhado a partir de Uredo bliti Bivona-Bernardi, de modo que a alteração nomenclatural constitui exclusivamente uma recombinação de gênero, sem implicar descrição de espécie nova (THINES; SPRING, 2005). É relevante destacar que, com base em sequenciamento do rDNA LSU associado à microscopia eletrônica de varredura dos oósporos, Voglmayr e Riethmüller (2006) demonstraram que o hospedeiro Amaranthus abriga, na realidade, duas linhagens filogenéticas distintas dentro do gênero Wilsoniana — W. bliti e W. amaranthi —, diferenciadas com segurança apenas pelo padrão de ornamentação da parede do oósporo, o que reforça a necessidade de caracterização molecular e morfológica conjunta para identificação segura em nível específico, e não apenas a observação sintomatológica de campo.

Biologia e ciclo da doença

Como oomiceto biotrófico obrigatório, Wilsoniana bliti depende inteiramente do tecido vivo do hospedeiro para completar seu ciclo, estabelecendo relação íntima e especializada que restringe consideravelmente sua gama de hospedeiros, em contraste com gêneros hemibiotróficos de ampla amplitude ecológica, como Phytophthora (FAWKE; DOUMANE; SCHORNACK, 2015). O ciclo assexual caracteriza-se pela produção de esporângios em cadeias basípetas a partir de esporangióforos curtos, eretos e não septados, organizados em pústulas subepidérmicas que rompem a epiderme foliar na maturidade, liberando os esporângios hialinos e subglobosos característicos do gênero (LEE; LEE; CHOI, 2020; FAWKE; DOUMANE; SCHORNACK, 2015). A reprodução sexuada, por sua vez, resulta na formação de oogônios e anterídios paragínicos que originam oósporos globosos, de coloração castanho-escura e parede reticulada, estruturas de resistência cuja morfometria e padrão de ornamentação constituem, ao lado dos dados moleculares, caráter diagnóstico fundamental para a delimitação específica dentro do gênero Wilsoniana (LEE; LEE; CHOI, 2020; VOGLMAYR; RIETHMÜLLER, 2006). De maneira geral, os oomicetos biotróficos da ordem Albuginales desenvolvem, após a germinação do esporo na superfície foliar, estruturas de infecção especializadas — apressórios — que possibilitam a penetração direta ou, em determinadas linhagens do gênero, a entrada pelos estômatos seguida de formação de apressório no mesofilo, com posterior estabelecimento de hifas intercelulares e haustórios responsáveis pela absorção de nutrientes do hospedeiro sem provocar sua morte imediata, condição essencial à manutenção da relação biotrófica (FAWKE; DOUMANE; SCHORNACK, 2015).

Sintomatologia

As manifestações sintomáticas da ferrugem-branca do caruru caracterizam-se por manchas cloróticas de coloração verde-clara na face adaxial da folha, correspondendo, na face abaxial, a pústulas ou sori de coloração branca a creme, de formato oval a elipsoidal e diâmetro geralmente entre três e quatro milímetros, que podem coalescer em áreas de infecção mais severa (LEE; LEE; CHOI, 2020). Em levantamento conduzido na Coreia do Sul em população de Amaranthus blitum cultivada como hortaliça foliar, a incidência da doença atingiu sessenta por cento das plantas avaliadas, evidenciando o potencial de dano expressivo da enfermidade em sistemas de produção comercial de amaranto (LEE; LEE; CHOI, 2020). Historicamente, epifitias de considerável severidade já haviam sido registradas em Amaranthus hybridus no sul da Flórida, Estados Unidos, com pústulas esbranquiçadas circundadas por tecido clorótico na face inferior da folhagem (SAHARAN; VERMA, 1992).

Epidemiologia, distribuição geográfica e hospedeiros

A ferrugem-branca do caruru apresenta distribuição geográfica cosmopolita, acompanhando a ampla dispersão mundial de seus hospedeiros do gênero Amaranthus, com registros documentados na Coreia do Sul, China, República Tcheca, França, Itália, Moldávia, Espanha e Ucrânia, além dos Estados Unidos (LEE; LEE; CHOI, 2020; KEINATH; STRAND; HAMILTON, 2003). Levantamento micológico conduzido em plantas daninhas na região da Eslavônia e Baranja, na Croácia, identificou Wilsoniana bliti parasitando Amaranthus retroflexus e Amaranthus hybridus, no contexto de estudo sobre o papel de plantas espontâneas na epidemiologia de doenças de culturas em fileira, o que reforça a importância dessas espécies como reservatório e ponte de inóculo em agroecossistemas (SAHARAN; VERMA, 1992). Um único indivíduo de A. bliti já foi documentado sobre dezenove espécies distintas de Amaranthus, o que evidencia amplitude de hospedeiros relativamente ampla dentro do próprio gênero, ainda que restrita, em nível de família, à Amaranthaceae dentro da ordem Caryophyllales (KEINATH; STRAND; HAMILTON, 2003; THINES; SPRING, 2005).

Importância agronômica

A relevância fitossanitária da ferrugem-branca decorre, sobretudo, de sua atuação como fator limitante à ampliação do cultivo comercial de espécies de amaranto como hortaliça foliar em regiões tropicais e subtropicais, onde a doença compromete tanto o rendimento quanto a qualidade estética e nutricional da folhagem destinada ao consumo humano (PONNAM et al., 2023). Considerando que o amaranto constitui cultura de ciclo curto, a aplicação intensiva de fungicidas químicos é frequentemente desaconselhada em razão do risco de resíduos na parte comestível colhida em intervalo reduzido após a semeadura, o que torna a resistência genética a estratégia de manejo mais sustentável e amplamente perseguida em programas de melhoramento (PONNAM et al., 2023). Nesse sentido, o rastreamento de germoplasma de amaranto sob condições de epifitia natural e de inoculação artificial permitiu identificar linhagens avançadas de melhoramento com elevados níveis de resistência à ferrugem-branca, aliadas a atributos nutricionais favoráveis, como teores de proteína e de compostos fenólicos antioxidantes, o que evidencia a compatibilidade entre resistência genética e qualidade nutricional na cultura (PONNAM et al., 2023).

Diagnose

A diagnose segura da ferrugem-branca do caruru, e sobretudo a discriminação entre as espécies crípticas Wilsoniana bliti e Wilsoniana amaranthi, exige necessariamente a integração de caracteres morfológicos — morfometria de esporângios, oogônios e oósporos, com particular atenção ao padrão de ornamentação da parede oosporal — a dados moleculares obtidos por sequenciamento da região ITS do rDNA nuclear e do gene mitocondrial cox2, conforme protocolo consolidado por Voglmayr e Riethmüller (2006) e replicado em confirmações posteriores de ocorrência da doença (LEE; LEE; CHOI, 2020). A mera observação de campo das pústulas brancas típicas, embora fortemente indicativa do gênero Wilsoniana, não permite por si só a atribuição segura em nível de espécie, dada a sobreposição morfológica entre as linhagens que parasitam o gênero Amaranthus (VOGLMAYR; RIETHMÜLLER, 2006).

Manejo

Diante das limitações práticas ao uso extensivo de agroquímicos em culturas de ciclo curto destinadas ao consumo como hortaliça, a literatura científica converge para a resistência varietal como estratégia central de manejo da ferrugem-branca em amarantos cultivados, complementada pela seleção e conservação de germoplasma em bancos genéticos internacionais de referência, como os mantidos pelo ICAR-NBPGR na Índia e pelo World Vegetable Center em Taiwan, que armazenam milhares de acessos representativos da diversidade genética do gênero Amaranthus (PONNAM et al., 2023). O desenvolvimento de linhagens avançadas por meio de seleção individual de plantas e autofecundações sucessivas, seguido de avaliação em condições de epifitia natural e de inoculação artificial desafiadora, tem se mostrado abordagem eficaz para a identificação e fixação de fontes de resistência durável à doença (PONNAM et al., 2023).

Conclusão

A ferrugem-branca do caruru, causada pelo oomiceto biotrófico obrigatório Wilsoniana bliti (Biv.) Thines — anteriormente classificado sob o binômio Albugo bliti (Biv.) Kuntze —, representa exemplo emblemático de como a filogenia molecular reformulou substancialmente a taxonomia clássica da família Albuginaceae, sem alterar a identidade biológica, morfológica ou o espectro de hospedeiros do patógeno historicamente descrito (THINES; SPRING, 2005; VOGLMAYR; RIETHMÜLLER, 2006). Do ponto de vista fitossanitário, a doença manifesta-se por pústulas esbranquiçadas características na face abaxial foliar, distribui-se de forma cosmopolita acompanhando seus hospedeiros do gênero Amaranthus e assume relevância econômica sobretudo na produção comercial de amaranto como hortaliça foliar, onde compromete rendimento e qualidade (LEE; LEE; CHOI, 2020; PONNAM et al., 2023). A diagnose rigorosa, que discrimina W. bliti de sua espécie crítica próxima W. amaranthi, depende da integração entre caracteres morfológicos do oósporo e confirmação molecular, ao passo que o manejo sustentável da enfermidade encontra na resistência genética, mais do que no controle químico, sua estratégia mais consistente com as exigências de qualidade e segurança alimentar da cultura (VOGLMAYR; RIETHMÜLLER, 2006; PONNAM et al., 2023).

Referências Bibliográficas

FAWKE, Stuart; DOUMANE, Mehdi; SCHORNACK, Sebastian. Oomycete interactions with plants: infection strategies and resistance principles. Microbiology and Molecular Biology Reviews, v. 79, n. 3, p. 263-280, 2015. DOI: 10.1128/MMBR.00010-15.

KEINATH, Anthony P.; STRAND, Allison E.; HAMILTON, Roy D. First report of white rust caused by Albugo bliti on seabeach amaranth in the United States. Plant Disease, v. 87, n. 5, p. 602, 2003. DOI: 10.1094/PDIS.2003.87.5.602B.

LEE, J. S.; LEE, J. A.; CHOI, Y. J. Wilsoniana bliti causing white blister rust disease on Amaranthus blitum in Korea. Plant Disease, v. 104, n. 9, p. 2529, 2020. DOI: 10.1094/PDIS-02-20-0269-PDN.

PONNAM, Naresh; KUMARI, Meenu; GANESAN, Sangeetha; BARIK, Satyaprakash; PATTANAIK, Madhuri; ADAMALA, Anil Kumar; RAO, V. K.; RUPA, T. R.; VARALAKSHMI, B.; ACHARYA, Gobinda Chandra. Breeding leafy amaranth (Amaranthus spp.) for white rust resistance. Scientia Horticulturae, 2023. Disponível em: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0254629923006105.

SAHARAN, G. S.; VERMA, P. R. White rusts: a review of economically important species. Ottawa: International Development Research Centre, 1992.

THINES, Marco; SPRING, Otmar. A revision of Albugo (Chromista, Peronosporomycetes). Mycotaxon, v. 92, p. 443-458, 2005.

VOGLMAYR, Herbert; RIETHMÜLLER, Alexandra. Phylogenetic relationships of Albugo species (white blister rusts) based on LSU rDNA sequence and oospore data. Mycological Research, v. 110, p. 75-85, 2006. DOI: 10.1016/j.mycres.2005.09.013.

 

Meloidogyne salasi: aspectos morfológicos, sintomatologia e importância da diagnose do nematoide-das-galhas associado ao arroz

 

Meloidogyne salasi López, 1984 é uma espécie de nematoide fitoparasita pertencente à família Meloidogynidae, descrita originalmente a partir de populações associadas às raízes de arroz (Oryza sativa L.) na Costa Rica e no Panamá (LÓPEZ, 1984). A descrição original estabeleceu M. salasi como uma espécie distinta com base na análise de caracteres morfológicos, morfométricos, citológicos e biológicos das populações estudadas (LÓPEZ, 1984).

A associação de M. salasi com o arroz é particularmente relevante do ponto de vista fitossanitário, pois espécies de Meloidogyne adaptadas a gramíneas podem comprometer o desenvolvimento do sistema radicular e interferir no estabelecimento e desempenho das plantas hospedeiras (BRIDGE; PLOWRIGHT; PENG, 2005). No caso específico de M. salasi, sua ocorrência em arroz foi documentada desde a descrição original na América Central e posteriormente registrada em áreas produtoras da Venezuela (LÓPEZ, 1984; MEDINA et al., 2011).

O que são os nematoides-das-galhas?

Os nematoides pertencentes ao gênero Meloidogyne são endoparasitas sedentários obrigatórios de raízes e incluem alguns dos fitonematoides de maior importância econômica mundial (JONES et al., 2013). O parasitismo depende da formação de sítios especializados de alimentação no tecido vascular da raiz, constituídos por células vegetais profundamente modificadas fisiológica e estruturalmente pela interação com o nematoide (HUSSEY; GRUNDLER, 1998; ABAD; WILLIAMSON, 2010).

O ciclo biológico típico de Meloidogyne compreende ovo, quatro estádios juvenis e a fase adulta, ocorrendo a primeira ecdise ainda no interior do ovo (PERRY; MOENS; STARR, 2009). O juvenil de segundo estádio, denominado J2, corresponde à principal fase infectiva, sendo capaz de se deslocar no solo, localizar raízes suscetíveis e penetrar nos tecidos da planta hospedeira (PERRY; MOENS; STARR, 2009).

Após a penetração, o J2 migra pelos tecidos radiculares e estabelece um sítio permanente de alimentação próximo aos tecidos vasculares, onde induz a diferenciação de células especializadas conhecidas como células gigantes (HUSSEY; GRUNDLER, 1998; ABAD; WILLIAMSON, 2010). Essas células apresentam intensa atividade metabólica e funcionam como fonte contínua de nutrientes para o nematoide durante seu desenvolvimento (ABAD; WILLIAMSON, 2010).

A indução desses sítios de alimentação envolve uma interação molecular altamente especializada entre nematoide e hospedeiro, mediada, entre outros fatores, por secreções produzidas pelas glândulas esofagianas do parasito (DAVIS et al., 2008; ABAD; WILLIAMSON, 2010). Essas secreções contêm moléculas efetoras capazes de interferir nos processos celulares e fisiológicos da planta, favorecendo o estabelecimento e a manutenção do parasitismo (DAVIS et al., 2008).

Meloidogyne salasi e a cultura do arroz

A descrição taxonômica de M. salasi foi realizada por López em 1984 com base em populações provenientes de arroz da Costa Rica e do Panamá (LÓPEZ, 1984). Portanto, a associação entre essa espécie e Oryza sativa é sustentada diretamente pela descrição original do táxon, não devendo ser tratada apenas como uma extrapolação baseada na biologia geral do gênero Meloidogyne (LÓPEZ, 1984).

Posteriormente, M. salasi também foi relatado associado ao arroz na Venezuela, incluindo registros nos estados de Cojedes, Guárico e Portuguesa (MEDINA et al., 2011). Estudos realizados com populações venezuelanas incluíram abordagens taxonômicas, histopatológicas e de patogenicidade, contribuindo para ampliar o conhecimento sobre a interação entre esse nematoide e o arroz (MEDINA et al., 2011).

É importante reconhecer que várias espécies de Meloidogyne podem parasitar arroz e outras Poaceae, e que a simples presença de galhas não permite determinar com segurança a identidade específica do agente etiológico (BRIDGE; PLOWRIGHT; PENG, 2005; MATTOS et al., 2019). A identificação em nível de espécie requer, portanto, análise diagnóstica adequada, especialmente quando espécies morfologicamente próximas podem ocorrer em hospedeiros semelhantes (MATTOS et al., 2019).

Sintomatologia nas raízes

A formação de galhas radiculares constitui uma das manifestações mais características do parasitismo por nematoides do gênero Meloidogyne, embora sua morfologia e intensidade possam variar conforme a espécie do nematoide, o hospedeiro, a cultivar e as condições ambientais (PERRY; MOENS; STARR, 2009). Essas alterações resultam da profunda reorganização celular desencadeada durante o estabelecimento dos sítios de alimentação do nematoide nos tecidos radiculares (ABAD; WILLIAMSON, 2010).

Em arroz infectado por M. salasi, a presença de galhas nas raízes foi documentada em estudos específicos com a espécie, constituindo um importante elemento para a detecção da doença em campo e em avaliações experimentais (LÓPEZ, 1984; MEDINA et al., 2011). Entretanto, a observação de galhas isoladamente não é suficiente para confirmar que o agente causal seja M. salasi, pois outras espécies de Meloidogyne também podem parasitar arroz e produzir alterações radiculares semelhantes (BRIDGE; PLOWRIGHT; PENG, 2005).

Do ponto de vista fisiopatológico, a formação dos sítios de alimentação e as alterações na arquitetura radicular podem comprometer a eficiência funcional do sistema radicular das plantas parasitadas (HUSSEY; GRUNDLER, 1998; ABAD; WILLIAMSON, 2010). Em infestações por nematoides-das-galhas, os efeitos sobre as raízes podem refletir-se na absorção de água e nutrientes e, dependendo da intensidade da infecção, contribuir para redução do crescimento e do desempenho das plantas (PERRY; MOENS; STARR, 2009).

Características morfológicas e diagnóstico

A taxonomia clássica de Meloidogyne utiliza caracteres morfológicos e morfométricos de diferentes estádios do ciclo de vida, incluindo fêmeas, machos e juvenis de segundo estádio (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991). O padrão perineal das fêmeas adultas foi historicamente um dos caracteres mais utilizados na identificação de espécies de Meloidogyne, embora sua interpretação exija experiência taxonômica e apresente limitações quando utilizado isoladamente (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991).

A região anterior dos machos, incluindo características do estilete, região cefálica e estruturas associadas ao esôfago, também fornece caracteres úteis para estudos taxonômicos no gênero (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991). Da mesma forma, caracteres morfométricos dos juvenis de segundo estádio podem contribuir para a diferenciação taxonômica quando analisados conjuntamente com outros marcadores diagnósticos (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991).

No caso de M. salasi, a identificação original foi sustentada por um conjunto de caracteres e não apenas por uma característica morfológica isolada (LÓPEZ, 1984). Esse princípio é particularmente importante em Meloidogyne, pois a sobreposição de caracteres morfométricos entre espécies pode dificultar identificações baseadas exclusivamente em morfologia (MATTOS et al., 2019).

Métodos moleculares representam ferramentas complementares importantes para a identificação de espécies de Meloidogyne, especialmente em situações nas quais a identificação morfológica é inconclusiva ou quando se necessita de diagnóstico rápido e específico (MATTOS et al., 2019). Marcadores SCAR específicos foram desenvolvidos para a detecção molecular de M. salasi, ampliando as possibilidades de diagnóstico específico dessa espécie (MATTOS et al., 2019).

Dessa forma, uma identificação robusta de M. salasi deve, sempre que possível, integrar informações sobre hospedeiro, sintomatologia, morfologia, morfometria e métodos moleculares específicos, evitando atribuir a espécie exclusivamente com base na presença de galhas em arroz (LÓPEZ, 1984; MATTOS et al., 2019).

A importância do diagnóstico correto

A identificação correta da espécie de Meloidogyne presente em uma área agrícola é fundamental para a definição de estratégias de manejo, uma vez que espécies distintas podem apresentar diferenças em gama de hospedeiros, reprodução e resposta a genótipos vegetais (PERRY; MOENS; STARR, 2009). Consequentemente, um diagnóstico realizado apenas com base nos sintomas radiculares pode ser insuficiente para orientar decisões fitossanitárias em nível específico (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991; MATTOS et al., 2019).

No caso de arroz, essa cautela é especialmente necessária porque diferentes espécies de nematoides fitoparasitas podem estar associadas à cultura, incluindo diferentes representantes de Meloidogyne (BRIDGE; PLOWRIGHT; PENG, 2005). A confirmação de M. salasi deve, portanto, apoiar-se em evidências taxonômicas compatíveis com os critérios diagnósticos disponíveis para a espécie (LÓPEZ, 1984; MATTOS et al., 2019).

A integração entre métodos morfológicos e moleculares aumenta a confiabilidade da identificação de espécies de Meloidogyne e reduz o risco de erros decorrentes da variabilidade intraespecífica ou da sobreposição morfológica entre táxons relacionados (MATTOS et al., 2019). Essa abordagem integrativa é particularmente relevante em levantamentos fitossanitários, registros de primeira ocorrência, estudos epidemiológicos e emissão de laudos técnicos.

Manejo: uma abordagem integrada

O manejo de nematoides-das-galhas deve ser baseado na integração de diferentes estratégias, pois a erradicação de populações estabelecidas no solo é, em condições agrícolas, extremamente difícil (PERRY; MOENS; STARR, 2009). A escolha das medidas deve considerar obrigatoriamente a identificação do nematoide, a densidade populacional, a cultura, o sistema de produção, as plantas hospedeiras presentes na área e as condições edafoclimáticas (PERRY; MOENS; STARR, 2009).

O uso de material propagativo livre de nematoides e medidas destinadas a evitar a introdução e disseminação de solo contaminado constituem princípios importantes de exclusão e prevenção para nematoides fitoparasitas (PERRY; MOENS; STARR, 2009). Máquinas, implementos, mudas, substratos e água podem contribuir para a movimentação passiva de nematoides ou de solo infestado entre áreas, justificando medidas preventivas dentro de programas de manejo integrado (PERRY; MOENS; STARR, 2009).

A rotação de culturas pode contribuir para a redução populacional de Meloidogyne quando são utilizadas espécies ou cultivares não hospedeiras ou desfavoráveis à multiplicação da população presente na área (PERRY; MOENS; STARR, 2009). Entretanto, recomendações específicas de rotação para M. salasi devem ser baseadas na gama de hospedeiros comprovada para a população em questão, não sendo tecnicamente adequado extrapolar automaticamente resultados obtidos com outras espécies de Meloidogyne.

O monitoramento populacional antes do plantio e após a cultura constitui ferramenta importante para avaliar a dinâmica do nematoide e a eficiência das estratégias adotadas (PERRY; MOENS; STARR, 2009). A amostragem deve contemplar solo e raízes de maneira representativa, uma vez que nematoides fitoparasitas frequentemente apresentam distribuição agregada ou irregular nas áreas infestadas (PERRY; MOENS; STARR, 2009).

Um ponto essencial: nem toda galha em arroz é causada por Meloidogyne salasi

A presença de galhas nas raízes constitui um importante indício diagnóstico de infecção por nematoides-das-galhas, mas não permite, isoladamente, identificar M. salasi em nível específico (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991). A identificação definitiva exige a avaliação de caracteres diagnósticos adequados e, quando possível, a utilização integrada de ferramentas morfológicas e moleculares (MATTOS et al., 2019).

Essa distinção é particularmente importante em materiais de divulgação científica e laudos fitossanitários, nos quais sintoma, sinal, gênero e espécie do agente etiológico não devem ser considerados equivalentes. A sintomatologia permite formular uma hipótese diagnóstica, enquanto a determinação da espécie requer evidências taxonômicas suficientes para sustentar essa conclusão (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991; MATTOS et al., 2019).

Assim, diante de plantas de arroz apresentando galhas radiculares, uma formulação tecnicamente prudente seria inicialmente registrar a ocorrência como sintomas compatíveis com nematoide-das-galhas (Meloidogyne sp.), até que procedimentos diagnósticos permitam confirmar a identidade específica. Somente após a obtenção de evidências diagnósticas suficientes é recomendável atribuir formalmente o agente causal a Meloidogyne salasi ou a outra espécie do gênero (EISENBACK; TRIANTAPHYLLOU, 1991; MATTOS et al., 2019).

Referências

ABAD, P.; WILLIAMSON, V. M. Plant nematode interaction: a sophisticated dialogue. Advances in Botanical Research, v. 53, p. 147–192, 2010.

BRIDGE, J.; PLOWRIGHT, R. A.; PENG, D. Nematode parasites of rice. In: LUC, M.; SIKORA, R. A.; BRIDGE, J. (ed.). Plant parasitic nematodes in subtropical and tropical agriculture. 2. ed. Wallingford: CABI Publishing, 2005.

DAVIS, E. L.; HUSSEY, R. S.; MITCHUM, M. G.; BAUM, T. J. Parasitism proteins in nematode–plant interactions. Current Opinion in Plant Biology, v. 11, n. 4, p. 360–366, 2008.

EISENBACK, J. D.; TRIANTAPHYLLOU, H. H. Root-knot nematodes: Meloidogyne species and races. In: NICKLE, W. R. (ed.). Manual of Agricultural Nematology. New York: Marcel Dekker, 1991.

HUSSEY, R. S.; GRUNDLER, F. M. W. Nematode parasitism of plants. In: PERRY, R. N.; WRIGHT, D. J. (ed.). The physiology and biochemistry of free-living and plant-parasitic nematodes. Wallingford: CABI Publishing, 1998.

JONES, J. T. et al. Top 10 plant-parasitic nematodes in molecular plant pathology. Molecular Plant Pathology, v. 14, n. 9, p. 946–961, 2013.

LÓPEZ, R. Meloidogyne salasi sp. n. (Nematoda: Meloidogynidae), a new parasite of rice (Oryza sativa L.) from Costa Rica and Panama. Turrialba, v. 34, n. 3, p. 275–286, 1984.

MATTOS, V. S. et al. Development of diagnostic SCAR markers for Meloidogyne salasi and Meloidogyne oryzae. Plant Disease, 2019. O estudo desenvolveu marcadores moleculares diagnósticos direcionados à diferenciação dessas espécies associadas ao arroz.

MEDINA, A. et al. Meloidogyne salasi (Nematoda: Meloidogynidae) en arroz en Venezuela. 2011.

PERRY, R. N.; MOENS, M.; STARR, J. L. (ed.). Root-knot nematodes. Wallingford: CABI Publishing, 2009.

Microbiologia Geral: formação científica e atividades práticas no curso de Ciências Biológicas

 A disciplina de Microbiologia Geral, ofertada no primeiro semestre de 2023 para os estudantes do curso de Licenciatura em Ciências Biológicas do Instituto Federal Goiano – Campus Urutaí, proporcionou um importante espaço de formação acadêmica, integrando conhecimentos teóricos e atividades desenvolvidas em ambiente laboratorial.

A Microbiologia constitui uma área fundamental das Ciências Biológicas, dedicada ao estudo dos microrganismos e de suas múltiplas interações com outros organismos e com o ambiente. O conhecimento microbiológico fornece bases para diferentes campos da ciência, incluindo saúde, agricultura, produção de alimentos, biotecnologia, ecologia, microbiologia ambiental e fitopatologia.

Ao longo da disciplina, o ambiente de laboratório contribuiu para aproximar os estudantes da prática científica. Mais do que observar estruturas e fenômenos microbiológicos, as atividades práticas permitem desenvolver competências essenciais à formação profissional, como capacidade de observação, raciocínio científico, interpretação de resultados, organização experimental, trabalho em equipe e adoção de procedimentos adequados às atividades laboratoriais.

O laboratório como espaço de formação

A formação em Ciências Biológicas exige uma relação permanente entre teoria, observação e experimentação. Nesse contexto, as aulas práticas desempenham papel importante na consolidação dos conceitos apresentados em sala de aula.

O contato com o ambiente laboratorial permite que os estudantes compreendam como o conhecimento científico é construído a partir de perguntas, hipóteses, observações, experimentação e análise crítica dos resultados.

Na Microbiologia, essa experiência assume significado especial. Grande parte do objeto de estudo não pode ser observada diretamente a olho nu, exigindo métodos e instrumentos específicos para seu estudo. Assim, compreender o mundo microbiano significa também aprender a interpretar evidências e reconhecer a importância dos procedimentos metodológicos para a obtenção de resultados confiáveis.

Muito além do mundo microscópico

Os microrganismos exercem funções essenciais nos ecossistemas e participam de inúmeros processos biológicos. Estão envolvidos na decomposição da matéria orgânica, ciclagem de nutrientes, associações simbióticas, processos fermentativos e produção de substâncias de interesse biotecnológico. Ao mesmo tempo, determinados grupos podem atuar como agentes causadores de doenças em seres humanos, animais e plantas.

Essa diversidade torna a Microbiologia uma ciência essencialmente interdisciplinar.

Para estudantes de Licenciatura em Ciências Biológicas, compreender esses processos amplia não apenas a formação científica, mas também o repertório necessário à futura atuação docente. O conhecimento adquirido durante a graduação poderá ser transformado em estratégias de ensino capazes de aproximar os estudantes da educação básica do método científico e da compreensão crítica dos fenômenos biológicos.

Um registro da trajetória acadêmica

A fotografia da turma representa um registro de um momento da trajetória acadêmica dos estudantes que participaram da disciplina de Microbiologia Geral no primeiro semestre de 2023.

Por trás de uma fotografia de turma existem experiências compartilhadas, aulas, atividades práticas, questionamentos, dificuldades, descobertas e construção coletiva do conhecimento.

A formação científica é construída progressivamente. Cada aula prática, cada observação e cada discussão contribuem para desenvolver uma maneira mais criteriosa de observar e interpretar o mundo natural.

Aprender Microbiologia é descobrir o mundo invisível que transforma a vida visível.

Disciplina: Microbiologia Geral
Curso: Licenciatura em Ciências Biológicas
Período: 1º semestre de 2023
Instituição: Instituto Federal Goiano – Campus Urutaí
Registro: Laboratório de Fitopatologia – Urutaí

Nematoide das galhas - Meloidogyne spp.

 Nem sempre enxergamos o que acontece abaixo do solo, mas é ali que um dos principais fitonematoides da agricultura estabelece seu ciclo de vida.

Neste infográfico, imagens obtidas por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) revelam detalhes de Meloidogyne sp., conhecido como nematoide-das-galhas. As fotografias evidenciam diferentes estruturas do patógeno, incluindo juvenis, ovos, massas de ovos e sua interação com o tecido radicular.

A microscopia eletrônica permite compreender aspectos da biologia desses organismos que não são observados em microscopia óptica convencional, contribuindo para estudos em taxonomia, patogenicidade e interação nematoide-planta.

Conhecer a biologia do patógeno é um passo essencial para o desenvolvimento de estratégias eficientes de manejo integrado.

As imagens apresentadas são ilustrativas da morfologia e foram organizadas para fins didáticos.

#Fitopatologia #Nematologia #Meloidogyne #MicroscopiaEletrônica #MEV #Agronomia #CiênciasAgrárias #ProteçãoDePlantas #Fitonematoides #DiagnósticoFitossanitário #PesquisaCientífica

Physsarum nodorum associado a superficie de folhas de couve

 

PRINCIPAIS PROBLEMAS EM PLANTAS: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA DE SINTOMAS E ORIENTAÇÕES DE MANEJO INTEGRADO

 

PRINCIPAIS PROBLEMAS EM PLANTAS: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA DE SINTOMAS E ORIENTAÇÕES DE MANEJO INTEGRADO

A identificação correta de sintomas fitossanitários em plantas representa o primeiro passo fundamental para implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de cultivo, viveiros de propagação e ambientes de paisagismo ornamental (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os principais problemas em plantas podem ser categorizados em pragas de insetos, ácaros, doenças causadas por fungos, bactérias e vírus, deficiências nutricionais, fatores ambientais adversos, e condições edáficas desfavoráveis que conjuntamente resultam em redução significativa da qualidade e produtividade de plantas afetadas (AGRIOS, 2005). A observação cuidadosa da distribuição dos sintomas na planta, exame da face inferior das folhas, procura por sinais do agente causal (micélio, pústulas, exudatos), consideração das condições ambientais e histórico da planta são etapas sequenciais recomendadas para chegada a diagnóstico preciso antes de implementação de medidas de controle (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Este artigo apresenta identificação consolidada dos dez principais problemas em plantas cultivadas conforme protocolo baseado em literatura científica consolidada e prática fitossanitária reconhecida internacionalmente, além de orientações práticas para seu manejo integrado.

A mosca-branca, representada por múltiplas espécies do gênero Bemisia e Trialeurodes, constitui uma das principais pragas de insetos em cultivos ornamentais, hortícolas e campo em regiões tropicais e subtropicais, causando danos diretos através de sucção de seiva e indiretos através de transmissão de viroses (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996; BROWN, 2010). Os adultos de mosca-branca são pequenos insetos alados de coloração branca cremosa, medindo aproximadamente 1 a 3 mm de comprimento, frequentemente observados voando quando plantas infectadas são perturbadas, enquanto ninfas são imóveis, achatadas, de coloração translúcida presente na face inferior das folhas em arranjos característicos em fileiras (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996). A presença de pequenos insetos brancos na face inferior das folhas, produção de honeydew (melaço) que resulta em depósito de fungos fumagina conferindo manchas pretas às folhas, e enrugamento ou deformação das folhas jovens são sintomas diagnósticos de infestação por mosca-branca que facilitam sua identificação em campo (BROWN, 2010). O controle integrado inclui monitoramento regular com armadilhas amarelas, remoção de plantas severamente infestadas, promoção de ventilação adequada, e quando necessário aplicação de inseticidas registrados respeitando intervalo de segurança para plantas ornamentais e hortícolas (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996).

Os pulgões, representados por múltiplas espécies pertencentes à ordem Hemiptera, família Aphididae, constituem pragas de importância histórica em horticultura, com registros bem documentados há séculos de danos econômicos significativos em cultivos diversos (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; BROWN, 2010). Os pulgões são pequenos insetos de corpo mole, não alados ou alados conforme estádio de desenvolvimento, com coloração variável de verde, preto, amarelo ou rosa dependendo da espécie, medindo entre 1 a 5 mm de comprimento (NEVES; WALDER; OPOSITO, 1996). Colônias em agrupamentos densos formam-se em brotações jovens e na face inferior das folhas onde causam sucção contínua de seiva, resultando em enrugamento, deformação de folhas e brotações jovens, transmissão de viroses através de estiletes infectados, e deposição de honeydew que facilita crescimento de fungos fumagina criando manchas pretas características em folhas afetadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado recomenda inspeção regular de plantas, remoção manual de colônias em infestações iniciais, uso de jatos de água para dislodgir pulgões, promoção de inimigos naturais como joaninhas e parasitoides, e quando necessário aplicação de inseticidas específicos ou bioinseticidas baseados em óleos vegetais (BROWN, 2010).

O mofo-cinzento, causado pelo fungo Botrytis cinerea Pers., representa uma das doenças fúngicas mais importantes em cultivos sob proteção e em regiões de clima úmido, apresentando ampla gama de hospedeiros que inclui plantas ornamentais, hortícolas e em menor escala cultivos de campo (ELAD; WILLIAMSON; TUDZYNSKI; DELEN, 2004). O patógeno caracteriza-se pela presença de micélio cinzento-claro a acinzentado sobre folhas, flores, frutos e estruturas vegetais infectadas, com aparência poudré ou algodonozo particularmente evidente durante períodos de alta umidade relativa do ar (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A doença é altamente favorecida por alta umidade relativa do ar, temperaturas moderadas entre 15°C e 25°C, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre plantas, molhamento foliar prolongado, acúmulo de material senesces ou morto, e práticas de cultivo que geram condensação contínua em estruturas de proteção (ELAD; WILLIAMSON; TUDZYNSKI; DELEN, 2004). O controle integrado recomenda remoção de folhas e flores infectadas, melhoria da aeração através de espaçamento adequado e redução de sombreamento quando viável, evitar molhamento foliar prolongado através de irrigação localizada e ventilação de estruturas protegidas, eliminação de restos de plantas senesces, e quando necessário aplicação de fungicidas registrados para cultivos de interesse (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O ácaro-rajado, representado principalmente por Tetranychus urticae Koch e espécies relacionadas, constitui uma das pragas mais importantes de cultivos ornamentais, hortícolas e de campo em regiões quentes e secas onde sua reprodução é particularmente rápida (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003). Os ácaros são aracnídeos de tamanho microscópico a pequeno, medindo menos de 1 mm, com corpo globoso de coloração variável de verde-claro a avermelhado dependendo do estádio de desenvolvimento, frequentemente observáveis apenas sob lente de aumento em magnificação apropriada (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003). A infestação por ácaro-rajado causa bronzeamento e descoloração progressiva das folhas, presença de minúsculas teias prateadas finas visíveis principalmente na face inferior das folhas em infestações severas, redução geral do vigor da planta, e em casos extremos queda de folhas e morte de brotações apicais (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado recomenda monitoramento regular com lente de aumento, promoção de alta umidade relativa do ar que desfavorece o ácaro cujas populações são reduzidas em ambientes úmidos, uso de jatos de água para dislodgir ácaros, e quando necessário aplicação de acaricidas específicos ou enxofre que é efetivo contra múltiplas espécies de ácaros fitófagos (GERSON; SMILEY; OCHOA, 2003).

As manchas foliares causadas por fungos, bactérias ou oomicetos representam as doenças foliares mais prevalentes em cultivos globalmente, apresentando ampla diversidade morfológica de lesões que refletem características específicas do agente causal responsável (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; AGRIOS, 2005). As lesões de mancha foliar apresentam tipicamente formato circular a irregular, coloração variável de marrom, negro, amarelo ou avermelhado dependendo do patógeno envolvido, frequentemente com bordas definidas e frequentemente halos característicos de cores distintas ao redor da lesão central (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As manchas foliares podem ser causadas por fungos como Cercospora, Colletotrichum, Alternaria e muitos outros gêneros, por bactérias do gênero Xanthomonas, Pseudomonas e Erwinia, ou por oomicetos como Phytophthora, cada um apresentando características diagnósticas específicas observáveis através de exame microscópico de estruturas do patógeno (AGRIOS, 2005). O diagnóstico requer observação cuidadosa de características da lesão, exame da face inferior das folhas para presença de sinais do patógeno como conidióforos, pústulas, exudatos bacterianos, ou estruturas de oomicetos, e quando necessário isolamento em meio de cultura ou sequenciamento molecular para confirmação definitiva (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O oídio, causado por fungos pertencentes à família Erysiphaceae, ordem Helotiales, representa uma das doenças foliares de maior impacto econômico em horticultura e fruticultura globalmente, caracterizado pelo crescimento de micélio branco pulverulento conspícuo sobre a superfície foliar (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; AGRIOS, 2005). O micélio branco pulverulento que cobre a superfície das folhas infectadas confere aspecto característico facilmente reconhecível em campo, com redução progressiva da fotossíntese conforme a infecção avança e maior cobertura de superfície foliar é comprometida (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os fungos causadores de oídio são parasitas obrigatórios que requerem presença de tecido vivo para crescimento, apresentando ampla gama de hospedeiros específicos onde cada espécie de oídio frequentemente infecta grupos restritos de plantas relacionadas botanicamente (AGRIOS, 2005). O desenvolvimento de oídio é altamente favorecido por temperaturas moderadas entre 15°C e 25°C, umidade relativa elevada acima de 70% porém sem necessidade de molhamento foliar visível, redução de ventilação natural que mantém umidade local elevada, e sombreamento moderado que favorece condições microambientais ideais (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O controle integrado recomenda melhoria da ventilação através de poda e espaçamento adequado, redução de sombreamento quando viável, aplicação de enxofre que é fungicida clássico altamente efetivo contra oídio, e quando necessário uso de fungicidas registrados como inibidores de síntese ergosterol que apresentam modo de ação diferente de enxofre (AGRIOS, 2005).

As cochonilhas, insetos pertencentes à subordem Sternorrhyncha e famílias diversas como Coccidae e Diaspididae, representam pragas significativas de plantas ornamentais, hortícolas e florestais em regiões tropicais e subtropicais onde sua reprodução é contínua ao longo do ano (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As cochonilhas apresentam corpo protegido por revestimento de cera branca ou castanha que pode ser removível ou fixo conforme espécie, com tamanho reduzido variando entre 1 a 5 mm conforme maturidade, sendo insetos imóveis ou de mobilidade reduzida em hospedeiros suculentos onde se alimentam por sucção contínua de seiva (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A infestação por cochonilhas causa enfraquecimento progressivo de plantas através de sucção contínua de seiva, produção abundante de honeydew que promove crescimento de fungos fumagina, e frequentemente transmissão de viroses em casos de cochonilhas móveis que se deslocam entre plantas (AGRIOS, 2005). O controle integrado recomenda inspeção regular de plantas particularmente em axilas foliares e gemas onde cochonilhas frequentemente se concentram, remoção manual com escova macia embebida em álcool para cochonilhas de fácil detecção, isolamento de plantas infestadas para evitar disseminação a plantas vizinhas, aplicação de óleos hortícolas que sufocam insetos, e quando necessário aplicação de inseticidas sistêmicos que penetram a proteção cerosa das cochonilhas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O amarelecimento de folhas, tecnicamente denominado clorose, pode ser causado por deficiência nutricional, particularmente de nitrogênio, fósforo, potássio, enxofre ou micronutrientes como ferro, manganês, zinco ou boro, por doenças vasculares que bloqueiam transporte de água e nutrientes, ou por fatores ambientais adversos como drenagem inadequada do solo, compactação edáfica, ou oscilações extremas de temperatura (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). As folhas amarelecidas apresentam coloração uniforme amarela em casos de deficiência geral de nutrientes, ou padrão de amarelecimento com nervuras verdes bem definidas em casos de deficiência de micronutrientes particularmente ferro e manganês, ou amarelecimento progressivo em padrão vascular em casos de doença vascular (AGRIOS, 2005). O diagnóstico de clorose requer análise de solo para determinação de concentração de nutrientes disponíveis, observação de padrão de distribuição do amarelecimento na planta e nas folhas, consideração de histórico de fertilização, e quando necessário análise foliar para confirmação de concentração específica de nutrientes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo adequado recomenda correção de deficiências nutricionais através de adubação equilibrada baseada em análise de solo, melhoria das condições de solo incluindo drenagem e prevenção de compactação, e quando necessário aplicação foliar de micronutrientes para correção rápida de deficiências que afetam a qualidade estética de plantas (AGRIOS, 2005).

A queda de folhas, tecnicamente denominada desfolha ou abscisão foliar precoce, pode ser causada por estresse hídrico prolongado, doenças foliares severas, deficiência nutricional avançada, danos mecânicos, mudanças ambientais abruptas como variações drásticas de temperatura ou luz, ou transporte inadequado de mudas que gera estresse significativo (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A queda de folhas pode ser uniforme afetando toda a copa da planta ou seletiva afetando principalmente folhas basais ou laterais conforme localização da causa originária, representando mecanismo de defesa da planta para reduzir perdas de água em condições de seca ou para eliminar tecido severamente danificado por doença ou praga (AGRIOS, 2005). O diagnóstico de causa de queda de folhas requer análise cuidadosa do estado geral da planta, inspeção de folhas remanescentes para presença de sintomas de doença ou praga, avaliação de condições de solo e drenagem, consideração de histórico recente da planta incluindo transporte e mudanças ambientais, e quando necessário consulta a especialista em fitopatologia (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo adequado inclui manutenção de condições ambientais estáveis, adequada irrigação conforme espécie e condições edáficas, controle de doenças e pragas que causam desfolha, e gradual adaptação de plantas a novas condições ambientais após transporte (AGRIOS, 2005).

A ferrugem, causada por fungos pertencentes à ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, representa uma das doenças foliares mais importantes em gramíneas, leguminosas e muitas outras plantas, apresentando característica visual muito distintiva de pústulas alaranjadas a marrom-escura (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). As pústulas características de ferrugem são estruturas da cor alaranjada, marrom-clara ou marrom-escura que emergem através da epiderme foliar, frequentemente dispostas em padrão circular ou alongado sobre a face inferior das folhas, com produção abundante de urediniósporos de aspecto poudré que conferem à pústula aspecto de "poeira colorida" quando tocada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Os fungos causadores de ferrugem são parasitas obrigatórios que requerem presença de tecido vivo para reprodução, apresentando ciclos de vida complexos que podem envolver múltiplos hospedeiros ou completar-se em uma única espécie hospedeira conforme gênero (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O desenvolvimento de ferrugem é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar superior a 85%, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas específicas para cada espécie de ferrugem, e redução de ventilação natural entre plantas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O controle integrado recomenda rotação de culturas quando viável pois ferrugens frequentemente apresentam hospedeiros alternados, remoção de restos culturais que servem como inoculação primária, promoção de boa ventilação através de espaçamento adequado e poda seletiva, e quando necessário aplicação de fungicidas registrados como enxofre ou fungicidas sistêmicos que apresentam eficácia contra ferrugens específicas (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

A observação cuidadosa de sintomas fitossanitários em plantas é o primeiro passo fundamental e insubstituível para chegada a diagnóstico correto que permita implementação de estratégias de manejo integrado eficientes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O diagnóstico correto requer exame detalhado da distribuição dos sintomas na planta, inspeção da face inferior das folhas e estruturas jovens onde frequentemente pragas e patógenos se concentram, procura sistemática por sinais do agente causal incluindo micélio, pústulas, exudatos, insetos ou ácaros, consideração cuidadosa das condições ambientais e práticas de cultivo, e confirmação através de análise laboratorial quando necessário para patógenos que requerem identificação especializada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O manejo integrado de doenças e pragas em plantas requer abordagem multifacetada que combine práticas culturais, controle físico ou mecânico, uso de plantas resistentes ou tolerantes quando disponíveis, promoção de inimigos naturais, e quando necessário aplicação judiciosa de defensivos agrícolas respeitando normas técnicas e regulatórias (AGRIOS, 2005). A manutenção de saúde geral das plantas através de adequada nutrição, irrigação, drenagem, ventilação e higiene das instalações e ferramentas reduz significativamente a incidência e severidade de problemas fitossanitários, constituindo base sólida sobre a qual repousa qualquer programa de manejo integrado bem-sucedido (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

REFERÊNCIAS

AGRIOS, G. N. Plant pathology. 5. ed. Amsterdam: Elsevier Academic Press, 2005.

BROWN, J. K. The molecular biology of plant viruses transmitted by whiteflies. Advances in Virus Research, [S.l.], v. 74, n. 1, p. 423-473, 2010.

CUMMINS, G. B.; HIRATSUKA, Y. Illustrated genera of rust fungi. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 2003.

ELAD, Y.; WILLIAMSON, B.; TUDZYNSKI, P.; DELEN, N. Botrytis spp. and diseases they cause in agricultural systems. In: ELAD, Y.; WILLIAMSON, B.; TUDZYNSKI, P.; DELEN, N. Botrytis: biology, pathology and control. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers, 2004. p. 1-8.

GERSON, U.; SMILEY, R. L.; OCHOA, R. Mites for pest control. Blackwell Science, Oxford, 2003.

NEVES, P. M. O. J.; WALDER, J. M. M.; OPOSITO, A. Manual técnico de horticultura. Botucatu: UNESP, 1996.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.

HELMINTOSPORIOSE DA TRAPOEIRABA:

 A helmintosporiose da trapoeiraba, causada por fungos do gênero Bipolaris, representa uma doença foliar de importância epidemiológica significativa em Commelina benghalensis L. (trapoeiraba), espécie herbácea anual amplamente distribuída em agroecossistemas brasileiros como planta daninha de difícil controle, particularmente em cultivos de soja, milho e outras culturas anuais (LORENZI, 2000). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas e caules através da produção de lesões necróticas características e compromete a fotossíntese através de necrose foliar coalescente, resulta em redução da viabilidade da trapoeiraba como fonte primária de inóculo para disseminação de doenças em agroecossistemas (MENDES et al., 2006). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado de plantas daninhas que considere o status fitossanitário de trapoeiraba em áreas de cultivo. Este artigo apresenta a identidade e características biológicas de Bipolaris sp. conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e potencial aproveitamento no manejo integrado de Commelina benghalensis.

O gênero Bipolaris (Maugn.) Shoemaker é um fungo haplóide que produz conídios como estruturas assexuadas de reprodução e disseminação, pertencendo à família Pleosporaceae (Cochliobolus como teleomorfo), ordem Pleosporales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988; AGROCERES, 1990). Múltiplas espécies de Bipolaris foram descritas infectando diferentes hospedeiros gramincolas e outras plantas, apresentando variabilidade morfológica de conídios que permite diferenciação entre espécies em contexto laboratorial especializado (WARD et al., 1999). A espécie específica que infecta Commelina benghalensis não foi definitivamente confirmada em literatura consolidada, permanecendo registrada como Bipolaris sp. em amostra coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 22 de fevereiro de 2020 (MENDES et al., 2006). Bipolaris sp. é um fungo saprofítico obrigatório que requer presença de material vegetal morto ou senescente para completar seu ciclo de vida, apresentando características que o diferenciam de patógenos biotróficos de tecidos vivos (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988).

Commelina benghalensis é a hospedeira registrada na amostra de referência, espécie herbácea anual pertencente à família Commelinaceae, presente em agroecossistemas brasileiros onde funciona como planta daninha de importância econômica em cultivos de soja, milho, feijão e outras culturas anuais (LORENZI, 2000). A presença de Bipolaris sp. em trapoeiraba reveste-se de importância epidemiológica particular, uma vez que a trapoeiraba funciona como hospedeira alternativa e importante fonte primária de inóculo para múltiplas doenças em culturas economicamente relevantes (MENDES et al., 2006). A severidade da helmintosporiose em trapoeiraba está associada a fatores ambientais críticos incluindo temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C, alta umidade relativa do ar superior a 80%, chuvas frequentes ou irrigação por aspersão que mantêm molhamento foliar prolongado, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre plantas, e alta densidade de plantas em agroecossistemas que favorecem condições microambientais úmidas (AGROCERES, 1990; WARD et al., 1999).

As folhas infectadas por Bipolaris sp. apresentam sintomatologia característica que facilita sua diagnose em campo e diferenciação de outras doenças foliares. As lesões inicialmente apresentam formato irregular a oval, coloração marrom clara a escura com bordas bem definidas, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A coloração das lesões varia conforme estádio de desenvolvimento, apresentando inicialmente aspecto mais claro com centro necrótico que escurece progressivamente conforme envelhecimento da lesão, frequentemente com clorose bem evidente ao redor da lesão que confere aspecto de halo amarelado característico (WARD et al., 1999). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que levam ao amarelecimento progressivo da folha, seca e eventual queda foliar, reduzindo drasticamente a capacidade fotossintética de plantas infectadas (AGROCERES, 1990). A evolução para amarelecimento e seca das folhas em infecções severas conferem aspecto queimado característico que é facilmente reconhecível em campo em plantas de trapoeiraba densamente infestadas.

Os sinais microscópicos de Bipolaris sp. incluem estruturas reprodutivas características que são essenciais para identificação laboratorial precisa e diferenciação de Bipolaris de outros gêneros similares. Os conídios, estruturas assexuadas de dispersão do patógeno, apresentam formato alongado, cilíndrico, plurisseptado com múltiplos septos transversais que dividem o conídio em compartimentos celulares numerosos (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A coloração dos conídios varia de marrom-claro a castanho-escuro conforme maturidade, apresentando frequentemente ápice arredondado e base truncada que são características diagnosticantes do gênero Bipolaris (WARD et al., 1999). Quando observados sob microscopia óptica em magnificação apropriada, os conídios apresentam padrão de septação claramente visível e conteúdo granular que contrasta com a parede hialina ou ligeiramente pigmentada, estrutura que permite diferenciação de Bipolaris de gêneros morfologicamente similares como Drechslera ou Exserohilum (AGROCERES, 1990).

Bipolaris sp. completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de fungos dematiáceos saprofíticos. O fungo sobrevive primariamente em folhas e caules secos ou infectados de Commelina benghalensis presente em áreas agrícolas, onde conídios permanecem viáveis por períodos prolongados variáveis conforme condições ambientais (MUCHOVEJ; MUCHOVEJ; RIBEIRO-NESIO, 1988). A disseminação primária dos conídios ocorre através do vento que carrega estruturas leves e viáveis em longas distâncias, facilitando propagação do patógeno entre plantas de trapoeiraba próximas e distantes em agroecossistemas (WARD et al., 1999). A disseminação secundária ocorre através de respingos de chuva e água de irrigação por aspersão que dispersam conídios entre plantas adjacentes durante períodos de precipitação ou molhamento artificial (AGROCERES, 1990). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar superior a 80%, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C, e práticas agrícolas que geram sombreamento excessivo e alta densidade de plantas que reduzem ventilação natural (MENDES et al., 2006).

A presença de Bipolaris sp. em trapoeiraba reveste-se de importância particular no contexto de manejo integrado de agroecossistemas, uma vez que trapoeiraba funciona como importante "ponte verde" e hospedeira alternativa para múltiplos patógenos que afetam culturas economicamente relevantes como soja, milho e feijão (LORENZI, 2000). A trapoeiraba é frequentemente fonte primária de inóculo de doenças foliares em cultivos subsequentes, requerendo controleza eficiente antes da semeadura de culturas principais para redução de pressão de inóculo inicial nas áreas de cultivo (MENDES et al., 2006). A dessecação antecipada e manejo eficiente de plantas voluntárias de trapoeiraba reduz significativamente a população de estruturas reprodutivas de Bipolaris sp. presentes no agroecossistema, diminuindo a disseminação para cultivos comerciais adjacentes (LORENZI, 2000). A rotação de culturas que inclua períodos de pousio ou cultivo de espécies não hospedeiras reduz a viabilidade de propágulos de Bipolaris sp. no solo e restos culturais (AGROCERES, 1990). O uso de sementes sadias e de procedência certificada garante que inoculação não seja introduzida através de material de propagação contaminado (MENDES et al., 2006).

O monitoramento fitossanitário constante de áreas agrícolas para detecção precoce de trapoeiraba infectada por Bipolaris sp. permite intervenção rápida antes que disseminação massiva de propágulos ocorra para cultivos vizinhos (WARD et al., 1999). O manejo integrado de trapoeiraba considerando seu status como hospedeira de Bipolaris sp. e outros patógenos requer abordagem multifacetada incluindo práticas de controle cultural, mecânico, químico e biológico quando necessário (LORENZI, 2000). A aplicação de fungicidas registrados para controle de helmintosporioses em cultivos sensíveis oferece proteção adicional quando níveis de inóculo de Bipolaris sp. proveniente de populações de trapoeiraba são elevados (AGROCERES, 1990).

A identificação de Bipolaris sp. em amostra de trapoeiraba coletada em Urutaí, Goiás, ilustra a importância de monitoramento de plantas daninhas como reservatórios de patógenos em agroecossistemas brasileiros (MENDES et al., 2006). A presença confirmada do patógeno em trapoeiraba reforça a necessidade de controle eficiente desta planta daninha antes da semeadura de culturas economicamente relevantes, reduzindo significativamente a pressão inicial de inóculo de múltiplas doenças foliares (LORENZI, 2000). O manejo integrado de trapoeiraba que considere seu papel como hospedeira alternativa de Bipolaris sp. contribui para redução de perdas econômicas em cultivos de soja, milho, feijão e outras culturas anuais frequentemente afetadas por helmintosporioses (MENDES et al., 2006).

REFERÊNCIAS

AGROCERES. Helmintosporiose do milho. São Paulo: Sementes Agroceres, 1990. (Informativo Técnico).

LORENZI, H. Plantas daninhas do Brasil: terrestres, aquáticas, parasitas, tóxicas e medicinais. 3. ed. Nova Odessa: Instituto Plantarum, 2000.

MENDES, M. A. S.; URBEN, A. F.; CASTRO, L. H. R. Fungos em plantas e produtos vegetais no Brasil. Brasília: Embrapa, 2006.

MUCHOVEJ, J. J.; MUCHOVEJ, R. M. C.; RIBEIRO-NESIO, M. L. Taxonomia de Drechslera, Bipolaris e Exserohilum. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v. 13, n. 3, p. 211-223, 1988.

WARD, J. M. J.; STROMBERG, E. L.; NOWELL, D. C.; NUTTER JR., F. W. Gray leaf spot: a disease of global importance in maize production. Plant Disease, [S.l.], v. 83, n. 10, p. 884-895, 1999.

Gene a gene: quando o reconhecimento entre hospedeiro e patógeno define o resultado da infecção.

O modelo gene a gene, proposto por Harold H. Flor, é um dos pilares da Fitopatologia moderna. Segundo esse conceito, para cada gene de resistência (R) presente no hospedeiro existe um gene correspondente de avirulência (A) no patógeno. Quando ambos estão presentes, ocorre o reconhecimento molecular e a planta ativa seus mecanismos de defesa, impedindo o desenvolvimento da doença.

Por outro lado, quando esse reconhecimento não acontece — seja pela ausência do gene de resistência na planta ou pela ausência do gene de avirulência no patógeno — a infecção pode se estabelecer e a doença se desenvolve.

Esse modelo explica a base genética da resistência vertical, auxilia no entendimento da coevolução entre hospedeiros e patógenos e fundamenta programas de melhoramento genético voltados ao desenvolvimento de cultivares resistentes, além de orientar estratégias modernas de manejo de doenças.

Compreender essa interação é essencial para interpretar a dinâmica das epidemias, a quebra de resistência e a evolução das populações de patógenos no campo.

PODRIDÃO-DE-ESCLERÓCIODE DA SOJA:

 A podridão-de-escleróciode, causada pelo fungo Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, representa uma doença de solo de importância econômica significativa em Glycine max (L.) Merrill (soja), espécie leguminosa de relevância alimentar global e de importância estratégica na agricultura brasileira, particularmente em regiões tropicais e subtropicais onde ocorrem condições edafoclimáticas favoráveis ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). Este patógeno habitante do solo, que afeta a porção basal de plantas através da colonização de coleto, caules e raízes, resulta em perdas significativas de produtividade através da morte de plantas em estádios iniciais de desenvolvimento e tombamento de plântulas em condições de alta umidade edáfica (PUNJA, 1985). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de soja. Este artigo apresenta a identidade validada de Agroathelia rolfsii conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos comerciais.

O nome científico válido atual do agente causal é Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, com basiônimo Sclerotium rolfsii Sacc. (1883) que permanece frequentemente citado em literatura antiga de fitopatologia, confirmado em múltiplas bases internacionais de dados taxonômicos (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno pertence à família Athelieaceae, ordem Agaricales, classe Agaricomycetes e filo Basidiomycota, apresentando características de fungo basidiomiceto que produz estruturas de resistência bem definidas (ERIKSSON et al., 2006). A transferência taxonômica de Sclerotium rolfsii para o gênero Agroathelia reflete a reclassificação moderna baseada em análises filogenéticas e características ultraestruturais do patógeno, resultando na nomenclatura atualmente aceita (PUNJA, 1985). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 17 de fevereiro de 2020. A hospedeira principal é Glycine max, leguminosa de importância global para alimentação humana e animal, suscetível a infecção por Agroathelia rolfsii desde estádios iniciais de desenvolvimento quando condições edafoclimáticas são favoráveis.

Agroathelia rolfsii é um fungo polifago de ampla distribuição geográfica, capaz de infectar mais de 500 espécies vegetais pertencentes a diferentes famílias botânicas, representando um dos patógenos de solo mais destrutivos em regiões tropicais e subtropicais (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). Na soja especificamente, o patógeno está presente em todas as regiões produtoras brasileiras, apresentando variabilidade genética e agressividade que variam conforme condições de solo, temperatura, umidade e práticas de cultivo adotadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A severidade da doença em soja está associada a fatores edafoclimáticos críticos incluindo temperaturas do solo entre 25°C e 35°C, alta umidade edáfica mantida por chuva ou irrigação excessiva, solos com elevado conteúdo de matéria orgânica que favorece desenvolvimento do patógeno, cultivos contínuos de hospedeiros suscetíveis sem rotação adequada, e práticas de adensamento que reduzem ventilação natural entre plantas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno sobrevive no solo como escleródios por períodos prolongados, estruturas de resistência que podem permanecer viáveis por vários anos mesmo em ausência de hospedeiro suscetível.

Agroathelia rolfsii apresenta sintomatologia característica que permite sua identificação visual em campo, embora confirmação laboratorial seja sempre recomendada. As plantas infectadas inicialmente apresentam murcha localizada, amarelecimento progressivo de folhas iniciando do ápice, e redução do vigor geral da planta afetada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Na porção basal das plantas, observa-se desenvolvimento de micélio branco algodonozo de aspecto característico sobre o coleto, raízes e caules próximos ao nível do solo, estrutura que é praticamente patognomônica para identificação de Agroathelia rolfsii em campo (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio branco desenvolve-se rapidamente sob condições de alta umidade, formando rede densa que envolve tecidos da planta e frequentemente atravessando o coleto em padrão circunferencial (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Em infecções severas, o apodrecimento total da porção basal da planta e do sistema radicular ocorre, levando à morte rápida da planta e tombamento de plântulas em viveiros ou plantios em estádios iniciais (PUNJA; RAHE, 1992).

Os sinais microscópicos e macroscópicos diagnósticos de Agroathelia rolfsii incluem estruturas características que são essenciais para identificação laboratorial precisa. Os escleródios são estruturas de resistência esféricas a ligeiramente achatadas, apresentando coloração branca a marrom-escura variável conforme estádio de maturidade, com diâmetro variando entre 0,5 a 2,0 mm, estruturas que frequentemente cobrem o micélio das plantas infectadas (PUNJA, 1985). Os escleródios formam-se diretamente sobre o micélio das plantas hospedeiras em contato com solo ou tecido vegetal infectado, conferindo aspecto de pequenas esferas brancas a marrons que cobrem a planta infectada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Sob microscopia, os escleródios apresentam parede externa melanizada de coloração marrom-escura que contrasta com o interior hialino, estrutura que serve como proteção contra dessecação e fatores ambientais desfavoráveis (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio é hialino, septado, apresentando características ultraestruturais de basidiomiceto, estrutura que diferencia este patógeno de outros fungos de solo como Rhizoctonia solani (ERIKSSON et al., 2006).

Agroathelia rolfsii completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos de solo. O patógeno sobrevive principalmente como escleródios no solo, estruturas de resistência que germinam quando estimuladas por proximidade de raízes de hospedeiros suscetíveis ou por aumento de umidade e temperatura edáfica (PUNJA, 1985). A infecção inicia-se através da germinação de escleródios próximos a raízes ou coleto de plantas, onde o micélio em desenvolvimento penetra diretamente nos tecidos vegetais através de degradação enzimática da parede celular (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O micélio coloniza progressivamente o tecido vascular e parenquimático, levando à morte de células hospedeiras e bloqueio de transporte de água e nutrientes, resultando em murcha e morte da planta afetada (PUNJA; RAHE, 1992). A produção de escleródios ocorre abundantemente sobre tecidos infectados quando condições de umidade e temperatura são apropriadas, garantindo sobrevivência do patógeno no solo após morte da planta hospedeira (PUNJA, 1985).

O manejo integrado da podridão-de-escleróciode em soja requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de rotação de culturas, preparação do solo, seleção de sementes e quando necessário controle químico ou biológico complementar. A rotação de culturas com diversificação de espécies é a medida preventiva mais importante, pois Agroathelia rolfsii é patógeno polífago que requer presença contínua de hospedeiros suscetíveis para desenvolvimento elevado no solo, podendo ser reduzido através de períodos de pousio ou cultivo de espécies resistentes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O uso de sementes sadias de qualidade certificada garante que inoculação não seja introduzida através de material de propagação contaminado, reduzindo significativamente a infecção inicial em novos cultivos (PUNJA; RAHE, 1992). A boa drenagem e preparo adequado do solo reduzem o excesso de umidade que favorece desenvolvimento do patógeno, sendo recomendado evitar compactação de solo e criar condições que permitam drenagem adequada de água após chuvas ou irrigação (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A eliminação de restos culturais e plantas infectadas após colheita reduz a população de escleródios presentes no solo, diminuindo significativamente a pressão de inóculo disponível para infectar cultivos subsequentes (PUNJA, 1985). O controle biológico através de microrganismos antagônicos como Trichoderma spp. oferece potencial para redução de escleródios quando inoculantes são introduzidos adequadamente no solo (PUNJA; RAHE, 1992). Quando necessário, aplicação de fungicidas registrados para controle de Agroathelia rolfsii em soja oferece proteção adicional, particularmente em áreas com histórico severo da doença, devendo seguir recomendações técnicas de órgãos de extensão agrícola (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação de crescimento micelial característico branco-algodonozo, produção de escleródios de coloração e tamanho diagnóstico, e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Agroathelia rolfsii (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992).

Agroathelia rolfsii representa um desafio fitossanitário significativo em soja, com impacto direto na viabilidade de plantios comerciais, particularmente em regiões com clima quente e úmido favorável ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A adoção integrada de medidas — incluindo rotação de culturas com diversificação de espécies, uso de sementes certificadas sadias, boa drenagem e preparo adequado de solo, eliminação de restos culturais e plantas infectadas, controle biológico quando viável, e aplicações de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno polífago que compromete a viabilidade de plantas em estádios críticos de desenvolvimento (PUNJA; RAHE, 1992). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao cultivo de soja nas diferentes regiões de produção brasileiras, particularmente em áreas com histórico conhecido da doença.

REFERÊNCIAS

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

PUNJA, Z. K. The biology, ecology and control of Sclerotium rolfsii. Annual Review of Phytopathology, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 97-127, 1985.

PUNJA, Z. K.; RAHE, J. E. Sclerotium (Athelia) rolfsii: biology and pathology. Advances in Plant Pathology, [S.l.], v. 8, n. 1, p. 109-151, 1992.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.

MANCHA-DE-PHYLLACHORA DA GRAMA-BATATAIS

 A mancha-de-Phyllachora da grama-batatais, causada pelo fungo Phyllachora paspalicola P. Henn., representa uma doença foliar de importância significativa em Paspalum notatum Flüggé (grama-batatais), espécie graminea perene amplamente utilizada em pastagens de clima tropical e subtropical, gramados ornamentais e sistemas de recuperação de áreas degradadas no Brasil (MINTER; SAMUELS, 1981; BARBOSA, 2006). Este patógeno biotrófico obrigatório, que afeta a qualidade estética das folhas através da produção de estruturas características em forma de mancha negra elevada e compromete a fotossíntese através de necrose foliar localizada, resulta em redução significativa do vigor e qualidade visual de pastagens e gramados em regiões de clima tropical úmido (ERIKSSON et al., 2006). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de forragem e manutenção de áreas gramadas. Este artigo apresenta a identidade validada de Phyllachora paspalicola conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em pastagens e gramados.

O nome científico válido do agente causal é Phyllachora paspalicola P. Henn., fungo ascomiceto pertencente à família Phyllachoraceae, ordem Capnodiales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno específico de gramíneas do gênero Paspalum (MINTER; SAMUELS, 1981; ERIKSSON et al., 2006). A autoridade taxonômica é Hennings (P. Henn.) que descreveu o patógeno em trabalhos originais do final do século XIX, refletindo o histórico nomenclatural desta doença em literatura botânica europeia (MINTER; SAMUELS, 1981). Phyllachora paspalicola é um fungo biotrófico obrigatório que forma estruturas reprodutivas características chamadas pseudotécios ou peritécios imersas em tecido foliar infectado, estruturas que contêm ascos cilíndricos a clavados capazes de produzir 4 a 8 ascósporos por asco (ERIKSSON et al., 2006). A hospedeira principal e praticamente única é Paspalum notatum, gramínea perene originária da América do Sul, amplamente utilizada em pastagens extensivas e intensivas de regiões tropicais brasileiras (BARBOSA, 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, indicando presença bem estabelecida do patógeno em regiões de Cerrado brasileiro (MINTER; SAMUELS, 1981).

Phyllachora paspalicola é um fungo específico de hospedeiro, infectando praticamente exclusivamente Paspalum notatum, apresentando padrão de especificidade elevada que facilita sua identificação e distinção de outras doenças de gramados e pastagens (ERIKSSON et al., 2006). A severidade da doença em pastagens de grama-batatais está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar superior a 90%, temperaturas moderadas entre 18°C e 28°C, períodos prolongados de molhamento foliar por chuva ou orvalho, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e drenagem inadequada do solo que mantém ambiente microambiente permanentemente úmido (MINTER; SAMUELS, 1981). A distribuição geográfica do patógeno é cosmopolita em regiões tropicais e subtropicais, com registros bem documentados em pastagens e gramados de diferentes países das Américas (ERIKSSON et al., 2006).

As folhas infectadas por Phyllachora paspalicola apresentam sintomatologia característica que é relativamente fácil de diagnosticar em campo devido ao aspecto visual distintivo das estruturas do patógeno. As manchas foliares inicialmente apresentam formato circular a elíptico, tamanho pequeno, coloração castanho-escura a negra, distribuindo-se ao longo da lâmina foliar sobre as nervuras principais onde a infecção progride preferentemente (MINTER; SAMUELS, 1981). O centro das lesões desenvolve estruturas negras, rugosas e levemente elevadas que correspondem aos pseudotécios imersamente dispostos na epiderme e tecido subepidérmico, conferindo aspecto característico em forma de "mancha negra" que dá nome comum à doença (ERIKSSON et al., 2006). A coloração das lesões varia conforme estádio de desenvolvimento, apresentando inicialmente aspecto mais claro que escurece progressivamente conforme o pseudotécio amadurece e libera ascósporos (MINTER; SAMUELS, 1981). Em infecções severas, múltiplas lesões distribuem-se abundantemente sobre a superfície foliar levando à coalescência, necrose progressiva de tecido foliar, amarelecimento e desfolha precoce, reduzindo drasticamente a qualidade estética de gramados e a capacidade fotossintética de pastagens (ERIKSSON et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Phyllachora paspalicola incluem estruturas reprodutivas características do ascomiceto que são definitivas para identificação laboratorial. O patógeno produz pseudotécios ou estruturas negras imersas na epiderme foliar, envolvidas por setae hialinas que irradiam ao redor, conferindo aspecto característico em preparações microscópicas (MINTER; SAMUELS, 1981). Internamente, os pseudotécios contêm ascos cilíndricos a clavados, com paredes espessas, organizados em arranjo específico do gênero Phyllachora, cada asco capaz de conter 4 a 8 ascósporos dependendo da maturidade (ERIKSSON et al., 2006). Os ascósporos são elipsoides, hialinos a levemente pigmentados, apresentando geralmente 1 a 3 septos transversais que dividem o conteúdo em compartimentos celulares, estrutura diagnóstica importante para confirmação de identidade do patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). Setae hialinas cilíndricas de paredes espessas estão associadas aos pseudotécios, e frequentemente setae hialinas menores são observadas em lâminas microscópicas, estruturas que aumentam a certeza diagnóstica (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos biotrófico obrigatório. O fungo sobrevive primariamente em folhas infectadas e restos vegetais presentes no solo e sobre plantas hospedeiras vivas de grama-batatais, onde as estruturas reprodutivas dos ascósporos permanecem dormentes durante períodos desfavoráveis (MINTER; SAMUELS, 1981). A liberação dos ascósporos ocorre predominantemente durante períodos de alta umidade relativa do ar e precipitação pluvial, quando a chuva estimula a liberação de esporos através dos óstios dos pseudotécios, estruturas que funcionam como poros de saída especializados (ERIKSSON et al., 2006). A disseminação dos ascósporos ocorre principalmente pelo vento que carrega essas estruturas leves através da vegetação, enquanto disseminação em curta distância ocorre através de respingos de água durante eventos de chuva que dispersam ascósporos entre folhas adjacentes e plantas vizinhas (MINTER; SAMUELS, 1981). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por ambientes úmidos onde há molhamento foliar frequente e prolongado, redução da ventilação natural entre plantas de grama-batatais, temperaturas moderadas típicas de regiões tropicais, e sombreamento excessivo que reduz a secagem rápida de folhas após períodos de chuva ou irrigação (ERIKSSON et al., 2006).

O manejo integrado da mancha-de-Phyllachora em pastagens e gramados de grama-batatais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene cultural, ambientais e quando necessário químicas complementares. O uso de mudas sadias provenientes de viveiros com procedência certificada é a medida preventiva mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (MINTER; SAMUELS, 1981). A manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitando o excesso de umidade que favorece o patógeno, reduz significativamente a severidade da doença através da manutenção de plantas vigorosas com capacidade defensiva aumentada (ERIKSSON et al., 2006). O evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração do solo através de adequada drenagem reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes, criando ambiente menos favorável ao patógeno biotrófico obrigatório (MINTER; SAMUELS, 1981). A remoção e descarte de restos de folhas e material infectado reduz significativamente a população de pseudotécios presentes no ambiente, diminuindo a pressão de inoculação primária para novo crescimento foliar (ERIKSSON et al., 2006). O monitoramento regular de pastagens e gramados para detecção precoce de focos de doença permite intervenção rápida antes que perdas significativas de qualidade ocorram (MINTER; SAMUELS, 1981). Quando necessário, realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para uso em gramados oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença em regiões onde a umidade relativa permanentemente elevada favorece infecções contínuas (ERIKSSON et al., 2006).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (pseudotécios negros elevados com setae hialinas irradiadas, ascos cilíndricos a clavados contendo 4 a 8 ascósporos elipsoides com 1 a 3 septos transversais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Phyllachora paspalicola (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola representa um desafio fitossanitário significativo em pastagens de grama-batatais e gramados ornamentais em regiões de clima tropical úmido, com impacto direto no vigor, qualidade e valor ornamental de áreas gramadas afetadas (MINTER; SAMUELS, 1981). A adoção integrada de medidas — incluindo manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração, remoção de restos de material infectado, monitoramento regular da incidência de doença, e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno biotrófico que compromete a fotossíntese e qualidade estética de pastagens e gramados (ERIKSSON et al., 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao manejo de pastagens de grama-batatais nas diferentes regiões de produção brasileiras.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. E. Aspectos da sustentabilidade em florestas plantadas: o manejo integrado de pragas e doenças. Revista Científica Eletrônica de Engenharia Florestal, [S.l.], v. 4, n. 1, p. 1-15, 2006.

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

MINTER, D. W.; SAMUELS, G. J. Preliminary account of Phyllachora and related genera in tropical America. Mycotaxon, [S.l.], v. 13, n. 1, p. 325-355, 1981.