quinta-feira, 1 de setembro de 2016

Boletim Técnico (1-2016): BOLOR VERDE DA LARANJA (Citrus sinensis) CAUSADO POR Penicillium digitatum

BOLOR VERDE DA LARANJA (Citrus sinensis) CAUSADO POR Penicillium digitatum

Érica de Castro Costa

Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO
A laranja (Citrus sinensis L. Osbeck – Rutaceae) fruto da laranjeira é uma deliciosa fruta cítrica e uma das frutas mais cultivadas no mundo todo. Sua origem é controversa, diz-se que pode ser oriunda da Índia, China ou Vietnã, mas sabe-se de fato que a laranja é consumida desde à antiguidade. Seu tronco e ramos apresentam casca castanho-acinzentada e são um tanto tortuosos. As folhas são verdes, coriáceas, brilhantes e muito aromáticas (PATRO, 2013).
A frutificação pode-se estender durante todo o ano, mas é mais abundante no outono. Há cerca de 100 variedades de laranja produzidas em escala comercial. No Brasil, as diferentes variedades de laranja são classificadas em três grupos principais. As laranjas de umbigo, próprias para a mesa, caracterizadas pela presença de um fruto rudimentar no ápice do fruto; as laranjas comuns, mas ácidas e próprias para sucos; e as laranjas de baixa acidez, como a laranja-do-céu, de sabor mais suave, muito doce e pouco ácida (PATRO, 2013).
O Brasil é o maior produtor mundial de laranja, respondendo por cerca de 30 % da produção da fruta, 50% da produção de suco, com participação de 85 % do suco comercializado internacionalmente. O cultivo de espécies cítricas está assentado em uma área aproximada de 839 mil hectares, dos quais 77 % se encontram localizados na região Sudeste do País. Cerca de 80 % da produção de laranja no Estado de São Paulo é destinada à industrialização, cujo suco produzido é exportado para países como Rússia, Bélgica, Países Baixos, Estados Unidos e Japão, sendo os 20 % restantes destinados ao consumo “in natura”, tanto para mercado interno como para exportação segundo o AGRIANUAL de 2011 (KUPPER et al., 2013).
A exportação brasileira de laranja in natura não atinge 0,5 % da produção nacional, sendo, portanto, marginal. Mesmo assim, lidera em volume, tendo alcançado 99,2 mil toneladas, que renderam ao país 20,4 milhões de dólares em 1996. Problemas com variedades, doenças, etapas pós-colheita e embalagens contribuem para resultados pouco expressivos (FRANCO e BETTIOL, 2000).
Doenças em pós-colheita reduzem a quantidade e a qualidade de frutos comercializáveis e, em citros, podem provocar grandes perdas (FORNER et al., 2013). O bolor-verde é a principal doença pós-colheita dos citros e está disseminada em todos os países produtores, afetando todas as espécies cítricas. Sua ocorrência depende muito das condições climáticas e da forma de manipulação dos frutos, desde o pomar até a chegada ao consumidor, podendo ocorrer tanto no armazenamento como no transporte do produto (LARANJEIRA et al., 2005).
O bolor-verde é uma podridão mole dos frutos com posterior cobertura da lesão pelo micélio branco e por grande número de esporos verdes do fungo. Os esporos maduros soltam-se com grande facilidade a qualquer movimento ou impacto sobre os frutos afetados. Assim, são facilmente dispersos pelo manuseio, pela agitação ou exposição dos frutos à correntes de ar. A infecção é dependente de ferimentos, podendo ocorrer em qualquer etapa a partir da maturação dos frutos. Temperaturas em torno de 24 ºC são consideradas ótimas e maiores que 30 ºC ou menores que 5-7 ºC paralisam o crescimento do fungo. Em “packing houses”, devido à presença constante de frutos sadios e doentes, os ciclos de infecção e esporulação podem ocorrer repetidas vezes no período de colheita (LARANJEIRA et al., 2005).
O gênero Penicillium possui três espécies de importância na podridão de frutos cítricos, a saber: P. digitatum, P. italicum e P. ulaiense. Esse gênero é caracterizado por possuir conidióforos que surgem do micélio ou únicos (P. digitatum e P. italicum) ou em forma de sinêmios (P. ulaiense), ramificados próximos ao ápice, penicilados (formato de vassoura), terminando em um grupo de fiálides. Conídios (fialósporos) hialinos ou ligeiramente coloridos, quando agrupados, formam massas, são unicelulares e, na sua maioria, globosos ou ovoides, formando no seco, cadeias basipetais (LARANJEIRA et al., 2004).
A espécie P. digitatum foi descrita por Sacc., publicada em Fungi italica autogr. del. 17-28: tab. 894 no ano de 1881.   As sinonímias registradas e existentes em literatura são Monilia digitata Pers. (1801), Mucor digitata Mérat. (1821), P. digitatum Sacc. (1881), Mucor cespitosus  L. (1753), P. digitatum var. californicum Thom (1930), P. digitatum var. latum S. Abe, (1956) (INDEX FUNGORUM, 2015).
De acordo com a pesquisa realizada no Banco de Dados - Fungus Host Distribution Database (2015) tem sido registrado a ocorrência do patógeno em 17 gêneros e 50 espécies de plantas hospedeiras representadas por P. digitatum mundialmente. Infectando a espécie de laranja (C. sinensis), nove espécies foram identificadas e representadas por P. citrinum, P. digitatum, P. fructigenum, P. glaucum, P. italicum, P. lutem, P. roseum, P. ulaiense e P. verrucosum (FARR & ROSSMAN, 2015).
Como forma de controlar esse patógeno vêm sendo utilizados o tratamento químico, a irradiação, a termoterapia, filmes plásticos e práticas culturais para reduzir o inóculo no campo. Os fungicidas do grupo dos benzimidazóis são os mais utilizados no Brasil. Entretanto, possuem várias restrições de uso, como a de selecionar estirpes de Penicillium sp. resistentes ao fungicida. Dessa forma, novos fungicidas vêm sendo estudados, mas ainda não possuem registro para uso em pós-colheita no Brasil. A situação se agrava no caso de frutos para exportação, uma vez que existem diferenças entre as legislações dos países consumidores na aceitação de determinados fungicidas, bem como na concentração de resíduos tolerada (FRANCO e BETTIOL, 2000).
Objetivo
         O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle do bolor-verde da laranja causado por Penicillium digitatum.
DESENVOLVIMENTO
Hospedeiro/cultura: Laranja (Citrus sinensis L. Osbeck)                           
Família Botânica: Rutaceae
Doença: Bolor-verde
Agente Causal (Teleomorfo): Penicillium digitatum Sacc. (1881)
Local de Coleta: Orizona, GO
Data de Coleta: 17/03/2015
Taxonomia: A fase teleomórfica pertence ao reino Fungi, filo Ascomycota, classe Eurotiomycetes, ordem Eurotiales, família Trichocomaceae. A fase anamórfica pertence ao Reino Fungi, grupo incerto dos Fungos Mitospóricos, subgrupo dos hifomicetos, gênero Penicillium sp., espécie Penicillium digitatum (INDEX FUNGORUM, 2015).
Sintomatologia:
O fruto analisado estava com cerca de 50 % de área total infectada e apresentava seis cm de diâmetro de lesão, apresentando parte de micélio de coloração verde-oliva (Fig. 1A) representada pela produção de conídios, sendo circundada por uma de coloração esbranquiçada representada pelo micélio vegetativo (Fig. 1A). Em menos de sete dias, toda a área do tecido encontrava-se colonizada pelo patógeno, notando-se odor característico de azedo.
Os bolores causam podridões moles em frutos (Fig. 1A), que se iniciam por pequenas anasarcas na superfície da casca e que, rapidamente, aumentam de tamanho até tomarem todo o fruto. O fungo desenvolve um micélio branco (Fig. 1A) sobre o tecido afetado, que depois é revestido por uma densa massa de esporos, cuja cor varia em função do fungo envolvido. No bolor verde o revestimento é de cor verde-oliva e no bolor azul ele é azul no início, podendo depois adquirir a cor marrom-oliva. No bolor verde, o desenvolvimento das lesões é mais rápido. As massas de esporos verdes (Fig. 1A) são circundadas por uma ampla faixa de crescimento fúngico branco, que é separada da área sadia do fruto por uma estreita camada de tecido de casca encharcado ao seu redor é mais pronunciada. É comum encontrar frutos que apresentam mais de um tipo de bolor. Em condições de elevada umidade, as podridões moles provocam uma rápida e completa desintegração no fruto. Em ambiente seco, os frutos infectados murcham e mumificam (FEICHTENBERGER et al., 2005).
O primeiro estádio manifesta-se pelo surgimento de uma mancha circular mole de aspecto encharcado e pela ligeira descoloração da superfície afetada (Fig. 1A). Esta área mede aproximadamente 0,5 centímetros e cede facilmente à pressão dos dedos. O segundo estádio compreende o aparecimento de micélio na superfície do fruto e o desenvolvimento, no centro do micélio, de uma massa de esporos verdes. Em temperaturas favoráveis, em menos de dois dias, a lesão alcança tamanho entre quatro a cinco centímetros de diâmetro, atingindo as vesículas de suco. Circundando a esporulação verde (Fig. 1A) do patógeno, há uma faixa de micélio branco, e externamente a ela, uma região enrugada na casca, de consistência macia. A cor dos esporos é visível (Fig. 1A) geralmente em lesões de diâmetro maior que dois centímetros. Eles são inicialmente verde-claros, passando a verde-oliva à medida que envelhecem (LARANJEIRA et al., 2005).
Etiologia (Sinais):
As colônias (Fig. 1C) desse fungo desenvolvidas em meio Czapek tem uma aparência similar, apresentando um crescimento muito restrito, porém rápido. Possui superfície plana e pode formar uma cultura de coloração verde-alaranjado a cinza-oliváceo; forma um odor bastante forte; e desencadeia a queda do fruto. No verso da placa, tem-se uma coloração de palha a amarronzada ou oliva (ONIONS, 1966).  Para Samson et al. (2010), as colônias tem crescimento lento ou muito rápido em meio CYA à 25 ºC (diâmetro de 25-55 mm depois de sete dias), apresentando coloração amarelo ao marrom-esverdeado e superfície aveludada. No verso da placa apresenta colônia não sulcada e de coloração pálida a bege. Em meio MEA o conídio apresenta coloração amarela a castanho-esverdeado, com colônias velutinas, e no verso da placa apresenta uma coloração pálida. Em meio YES-agar o grau de esporulação é forte, de coloração bege para avelã no verso da placa, e apresentam crescimento rápido (diâmetro de 44-76 mm depois de sete dias). Em meio CREA, o crescimento é muito pobre e não há produção de ácido.
Os conidióforos (Fig. 1E) surgem da espécie ou hifas aéreas, estipes de 70 a 150 µm de comprimento, com paredes finas, lisas e terminando em penicílio; quando bem desenvolvidas são triverticilados, embora mais frequente biverticilados ou irregulares (LARANJEIRA et al., 2004). São pequenos e apresentam dimensões de 30 – 100 x 4-5 µm, são lisos e apresentam uma constrição na base ou um micélio sub emergente (ONIONS, 1966). A métula é variável possuindo 15-30 x 4-6 µm. As fiálides representam um tipo de célula conidiogênica. Quando está bem desenvolvida ela assemelha-se a uma vassoura (Fig. 1F). Podem possuir um formato assimétrico, irregular, apresentando grande variação do número e das dimensões das suas partes, e com poucas ramificações. Apresentam dimensões de 15-28 x 3-5 µm. Produzem conídios em cadeia (Fig. 1H), de formato elíptico. (ONIONS, 1966).
 Os conídios são variáveis, lisos, subglobosos ou cilíndricos, mas usualmente, apresentam formato elíptico (Fig. 1I). Possuem dimensões de 3,4-12 x 3-8 µm, usualmente apresentam 6-8 x 4-6 µm (ONIONS, 1966).  Já para Laranjeira et al. (2005) o tamanho dos conídios varia de 4 a 7 µm x 6 a 8 µm, com formato ligeiramente cilíndrico a ovalados (Fig. 1I), sendo catenulados (Fig. 1H) variando ligeiramente na forma e no tamanho, mesmo sendo originários do mesmo cordão de esporos. São muito frágeis e desprende das células conidiogênicas com facilidade.
Samson et al. (2010) descreve a micro morfometria de P. digitatum com conidióforos hialinos, irregulares, ramificados, consistindo de pequenas estirpes, 60-160 x 5,0-7,0 µm, com poucas métulas e ramos terminados em verticilos de 3-6 fiálides, cilíndrica e dimensões de 15-25 x 5-6 µm. As fiálides são muitas vezes solitárias, cilíndricas e curtas, de tamanho variável 10-20 x 4,0-5,0 µm. Os conídios são elipsoides a cilíndricos, de parede lisa, apresentam coloração verde-oliva quando em massa, de tamanho variável, mas principalmente 3,5-8 x 3,0-4,0 µm.

Tabela 1. Aspectos comparativos da morfologia e morfometria do isolado de P. digitatum com os isolados descritos por Onions (1966) e Samson et al. (2010). 
Características taxonômicas
Isolado Urutaí, GO (2015)
P. digitatum (Onions, 1966)
P. digitatum (Samson et al., 2010)
Coloração da colônia:
verde oliva a cinza oliváceo, com bordas esbranquiçadas (meio BDA)
verde alaranjado a cinza-oliváceo
CYA - amarelo ao marrom-esverdeado; MEA - amarelo a castanho-esverdeado; YES agar - bege para avelã
Características do Conidióforo:
       Dimensão (µm):
nd
30-100 x 4-5
60-160 x 5,0-7,0
       Coloração:
Hialina
nd
Hialina
       Ramificação:
poucas, geralmente 3 ramos
pouca ramificação
poucas métulas e ramos
Métula:
Presente
presente
Presente
       Dimensão (µm):
nd
15-30 x 4-6
15-25 x 5-6
Fiálide:
Presente
presente
presente (3 a 6)
        Dimensão (µm):
Nd
15-28 x 3-5
10-20 x 4-5
        Formato:
assimétrico, irregular
assimétrico, irregular
Cilíndricas
Características dos Conídios:
        Dimensão (µm):
3,43-(6,99)-8,89 x 2,54-(3,93)-6,78
6-8 x 4-6
3,5-8 x 3-4
        Formato:
ovóides e elípticos
subglobosos, cilíndricos ou elípticos
elipsoides e cilíndricos
        Produção de conídios:
catenulados
catenulados
Nd




Figura 1. Sintomas e sinais do bolor verde da laranja (Citrus sinensis) causado por Penicillium digitatum. A. sintoma da doença na superfície de um fruto maduro (bar = 13,1 mm), B. fruto contaminado após seis dias do teste de inoculação (bar = 23,9 mm), C. cultura em meio BDA nos quatro dias após a inoculação (bar = 23,6 mm), D. detalhe da margem esbranquiçada da cultura (bar = 3,5 mm), E. partes do conidióforo (bar = 8,14 µm), e1. estipe (ramo), e2. métula, F. (bar = 4,57 µm), G. célula conidiogênica fialídica (seta)(bar = 14,91 µm), H. conídios em cadeia basipetal (bar = 3,48), I. conídios ovóides e esféricos (seta)(bar = 12,22 µm).


Epidemiologia:
O bolor esverdeado dos frutos de laranja cresce rapidamente. A superfície dos frutos se tornam cobertos por uma massa branca inicialmente, e depois se tornam um verde-oliva a coloração devido a produção de conídios. O P. digitatum se diferencia de P. italicum, que apresenta uma coloração verde azulada e que pode reduzir a massa do fruto. O bolor verde é comum em todas as áreas de plantio de citros e é espalhado principalmente em frutos, causando a podridão dos mesmos em condições de armazenamento (ONIONS, 1966).
Eles sobrevivem saprofiticamente, em pomares e outros ambientes, sobre vários tipos de substratos orgânicos, na forma de conídios (FEICHTENBERGER et al., 2005). A infecção depende de ferimentos, podendo ocorrer em qualquer etapa a partir da maturação dos frutos. Além dos ferimentos, a temperatura é o outro fator importante para o desenvolvimento do bolor-verde. Temperaturas em torno de 24ºC são consideradas ótimas e maiores que 30 ºC ou menores que 5-7 ºC paralisam o crescimento do fungo. Em geral, à medida que ocorre diminuição da temperatura, o desenvolvimento do fungo é mais lento, e, portanto, os sintomas são menos evidentes (LARANJEIRA et al., 2005).
Em “packing houses”, devido à presença constante de frutos sadios e doentes, os ciclos de infecção e esporulação podem ocorrer repetidas vezes no período de colheita. Em contêineres, a infecção não ocorre de um fruto doente para um sadio adjacente, já que não há transmissão por contato (LARANJEIRA et al., 2005).
O bolor verde da laranja possui como agente causal a espécie P. digitatum descrita por Sacc., e publicada em Fungi italica autogr. del. 17-28: tab. 894 no ano de 1881. Apresenta 205 registros de patogenicidade infectando 17 gêneros e 50 espécies de plantas hospedeiras, distribuídas mundialmente (FARR & ROSSMAN, 2015).
Destas, 34 espécies pertencem ao gênero Citrus, são elas: Citrus aurantifolia registrado nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr. et. al., 1984), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), na Venezuela (Urtiaga, R. 2004), C. aurantifolia var mexicana registrado em Cuba (Urtiaga, R. 1986), na Venezuela (Urtiaga, R. 1986), C. aurantium registrado em Barbados (Norse, D. 1974), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na Grécia (Pantidou, M.E. 1973), em Myanmar (Thaung, M.M. 2008), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Espanha (Gonzalez Fragoso, R. 1916). C. chrysocarpa foi registrado na Índia (Rao, V.G. 1969). C. deliciosa, registrado na Grécia (Pantidou, M.E. 1973), C. grandis registrado nos EUA (French, A.M. 1987), na China (Tai, F.L. 1979), no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. iyo registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. jambhiri registrado nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984); C. junos registrado na China (Tai, F.L. 1979), no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. latifolia registrado nos EUA (French, A.M. 1987); C. limon registrado na Austrália (Shivas, R.G. 1989), nos EUA (French, A.M. 1987)(Alfieri Jr. et. al., 1984); na China (Tai, F.L. 1979), em Cuba (Urtiaga, R. 1986), em Greece (Pantidou, M.E. 1973), em Hong Kong (Lu, B. et. al., 2000), na Itália (Balmas, V. et. al., 2005), no Japão (Kobayashi, T. 2007), no Malawi (Peregrine, W.T.H., and Siddiqi, M.A. 1972), no México (Alvarez, M.G. 1976), Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Niue (Dingley, J.M. et. al., 1981), na Tanzânia (Riley, E.A. 1960) e no Zimbábue (Riley, E.A. 1960). C. limonia registrado no Chile (Mujica, F., and Vergara, C. 1945), na China (Tai, F.L. 1979), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), Serra Leoa (Deighton, F.C. 1936), África do sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. limonium registrado em Cyprus (Georghiou, G.P., and Papadopoulos, C. 1957), na República Dominicana (Ciferri, R. 1961).  C. maxima registrado em Barbados (Norse, D. 1974), nos EUA(French, A.M. 1989) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. medica registrado em Brunei Darussalam (Peregrine, W.T.H., and Ahmad, K.B. 1982), na China (Tai, F.L. 1979), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984) e na Grécia (Pantidou, M.E. 1973). C. meyerii registrado nos EUA (French, A.M. 1987); C. microcarpa registrado na China (Tai, F.L. 1979); C. natsudaidai registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. nobilis registrado em Brunei Darussalam (Peregrine, W.T.H., and Ahmad, K.B. 1982), na China (Tai, F.L. 1979) e no Japão (Kobayashi, T. 2007). Citrus nobilis var. deliciosa registrado na Serra Leoa (Deighton, F.C. 1936) na África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. reticulata registrado na Austrália (Simmonds, J.H. 1966), nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), China (Tai, F.L. 1979), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), em Hong Kong (Lu, B. et. al., 2000), na Índia (Gurunath Rao, V. 1966), no Japão (Kobayashi, T. 2007), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Venezuela (Urtiaga, R. 2004). C. reticulata var. kinokuni registrado na China (Tai, F.L. 1979); C. reticulata var. poonensis registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. suavissima registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. suhoiensis registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. tankan registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. sinensis registrado na Austrália (Shivas, R.G. 1989), no Brasil (Mendes, M.A.S. et. al., 1998), nos EUA (French, A.M. 1987), no Chile (Mujica, F., and Oehrens, B.E. 1967), na China (Tai, F.L. 1979), em Cook Islands (Dingley, J.M et. al., 1981), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), na República Dominicana (Ciferri, R. 1961), no Fiji (Firman, I.D. 1972), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na Itália (Licciardello, G. et. al., 2006), no Japão (Kobayashi, T. 2007), na Malásia (Johnston, A. 1960), no México (Alvarez, M.G. 19 76), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Venezuela (Urtiaga, R. 1986) e na Zambia (Riley, E.A. 1956). C. sinensis var. brasiliensis registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007), Citrus sp. registrado na Austrália (Cunnington, J. 2003), no Brasil (Mendes, M.A.S et.al., 1998), na Califórnia (El-Goorani, M.A., and Sommer, N.F. 1979), na Costa Rica (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), El Salvador (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), no Japão (Kobayashi, T. 2007), no México (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Panamá (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), Nova Guiné (Shaw, D.E. 1984) e no Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975.). C. tangerina registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. tankan registrado na China (Zhuang, W.-Y., Ed. 2001), C. unshiu registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007) e na Coreia (Cho, W.D., and Shin, H.D., Eds. 2004). C. ×paradisi registrado nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), Gana (Dade, H.A. 1940), no Japão (Kobayashi, T. 2007), Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Tanzânia (Riley, E.A. 1960), Ilhas Virgens (Stevenson, J.A. 1975) e no Zimbábue (Whiteside, J.O. 1966). C. ×tangelo registrado nos EUA (French, A.M. 1987) e na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989) (FARR & ROSSMAN, 2015).
Causando doenças à hospedeira laranja (Citrus sinensis), encontram-se registradas nove espécies de Penicillium representados por P. fructigenum, P. glaucum, P. italicum. P. lutem, P. roseum, P. ulaiense e P. verrucosum, e as que ocorrem no Brasil: P. citrinum e P. digitatum (FARR & ROSSMAN, 2015).
Foram encontrados registros de doenças causadas por P. digitatum em seis hospedeiros diferentes no Brasil, sendo eles o cajueiro, melão, feijão-fradinho, e diversas variedades de citros. Há registro do patógeno causando doenças chamadas de bolor verde, mofo verde, podridão verde do fruto e podridão do fruto (MENDES e URBEN, 2015).

Controle:
            Controle químico: Os benzimidazóis podem ser aplicados nos pomares até três semanas antes da colheita; em pós-colheita, no Brasil, o uso de fungicidas restringe-se aos benzimidazóis e ao imazalil (LARANJEIRA et al., 2005). Três semanas antes da colheita pode-se efetuar pulverização das plantas com Benzimidazóis (SANTOS e MENDES, 2015).
Controle físico: Armazenar as frutas em temperaturas abaixo de 5 °C, evitando o crescimento do patógeno que se desenvolve em temperaturas ideais em torno de 24 ºC (UENO, 2011).
Controle mecânico: fazer uma desinfestação preventiva com produtos à base de cloro, amônio quaternário, formaldeído ou álcool, evitando frutos infestados em veículos, equipamentos, materiais de colheita, locais de armazenamento, de transporte e processamento (ROSSETTI, 2001).
Controle cultural: Manuseio cuidadoso de frutos durante as operações de colheita, transporte, processamento e armazenamento, visando evitar os ferimentos, que se constituem na principal via de penetração do fungo em frutos; remoção imediata dos frutos infectados, pelo uso de exaustores e de um bom sistema de limpeza local, visando a diminuição de esporos do ar (LARANJEIRA et al., 2005);
Controle biológico: as informações sobre agentes biológicos que podem controlar o patógeno do bolor verde ainda são muito restritas. Portanto, em um trabalho publicado por Kupper et al. (2013), mostra que é viável o uso de Saccharomyces cerevisiae para o controle de P. digitatum, porém a eficiência de antagonismo do isolado depende da variedade cítrica que está sendo tratada.
Controle genético: por ser uma doença de pós-colheita causada por um patógeno relativamente fraco, que possui ampla gama de hospedeiros, onde as medidas de controle citadas anteriormente podem controlar a doença com facilidade, o uso de controle genético não é utilizado. Mesmo porque este método é relativamente caro, e a doença não necessita de tal tecnologia.


LITERATURA CITADA:

AGROFIT – Sistema de agrotóxicos fitossanitários. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - Coordenação-Geral de Agrotóxicos e Afins/DFIA/DAS. 
Disponível em:
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