Boletim Técnico: Ferrugem do Gonçalo-Alves [Astronium fraxinifolium Schott] causada por Kimuromyces cerradensis Dianese

Boletim Técnico: Podridão mole do cajú (Anacardium occidentale L.) causado pelo Mucor circinelloides

Gilvane de Sousa Rodrigues
Academico do Curso de Agronomia

1. INTRODUÇÃO

       O cajueiro [Anacardium occidentale L. – Anacardiaceae], é considerado pelos pesquisadores como uma planta originária do norte e nordeste do Brasil, Além desta, várias outras espécies do gênero, encontradas na região Norte do País, apresentam ampla distribuição geográfica, sendo citada em vários países da África, Índia, Filipinas, Indochina, Indonésia, Austrália, Ilhas Fiji, Havaí, Venezuela, El Salvador, Guatemala e Estado da Flórida (EUA) (KIMATI et al., 2005).
    As doenças pós-colheita podem iniciar no campo, durante a ontogenia da fruta, ou surgirem depois da colheita, com a maturação fisiológica (CAPPELLINI e CEPONIS, 1984). Os fungos são os principais microrganismos causadores de doenças em frutas pós-colheita, os quais são Alternaria sp., Aspergillus sp., Botrytis sp., Ceratocystis sp., Cladosporium sp., Colletotrichum sp., Fusarium sp., Geotrichum sp., Lasiodiplodia sp., Monilinia sp., Mucor sp., Penicillium sp., Pestalotiopsis sp., Phoma sp., Phomopsis sp., Phytophthora sp. e Rhizopus sp. Entre as bactérias que podem causar danos as frutas, incluem-se espécies de  Erwinia sp., Pseudomonas sp., Xanthomonas sp., Acetobacter sp. e  Enterobacter sp.  Leveduras, como Candida sp. e Saccharomyces sp. Danos causados por vírus em frutas são geralmente verificados antes da colheita permitindo a seleção destas na colheita (BENATO et al., 2001).
Não há muitos relatos da ocorrência do patógeno M. circinelloides infectando a cultura do cajueiro.
O objetivo deste trabalho foi descrever a  podridão mole em caju levando em consideracão aspectos da sua sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle.

2.MATERIAIS E MÉTODOS
A amostra para descrição do patógeno foi utilizada o pseudofruto caju. O material foi coletado na cidade de Urutai-Go, sendo posteriormente levado para o laboratório, onde foi colocada em um recipiente, onde foi umedecida e vedada, ficando armazenada por alguns dias para desenvolvimento do micélio e frutificação dos esporos.
     A amostra foi observada em microscópico estereoscópico, onde pode visualizar que micélios e frutificações e esporos desenvolveram-se. Posteriormente observando os sintomas da doença onde inicialmente foi identificado como Mucor sp.
Foi feita a coleta das estruturas do por meio de pescagen direta, na lesão do hospedeiro, para preparo de lâmina contendo gota azul-de-metileno (composto aromático heterocíclico, sólido verde escuro, solúvel em água, produzindo solução azul, inodoro, é usado como um corante microbiológico como indicador, pode também ser usado para examinar RNA ou DNA sob o microscópio).
Após a pescagen do material a lamina foi vedada com lamínula e levada ao microscópio óptico onde as estruturas como esporângios, esporangiósporos e esporagiósforos, e foram fotografadas com a câmera digital Canon® modelo Power Shot A580. Em seguida com auxilio de chaves de identificação pertencente a divisão Zigomicota foi possível identificar o fungo como sendo Mucor circinelloides.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Hospedeira: Cajú - Anacardium occidentale L.
Família botânica: Anacardiacea
Agente causal: Mucor circinelloides (Tieghem, 1875)
Local de coleta: Instituto Federal Goiano Campus - Urutaí
Data de coleta: 07/10/2011.
Taxonomia: Pertence ao reino Fungi, ordem Mucorales – da divisão Zygomicota, subfilo Mucoromycotina, família Mucoraceae, gênero Mucor sp., espécie M. circinelloides.

Sintomatologia
   Os sintomas da doença é podridão mole, aquosa, ocorrem sobre frutos carnosos, hortaliças em armazenamento, sem importância econômica em sementes (MARCIA & LAZARRI, 1998).
Com o amadurecimento, o fruto amolece, e a podridão avança rapidamente causando a exsudação do suco celular do fruto contaminado, posteriormente ocorre à autoinfecção de frutos adjacentes. O sintoma é caracterizado pela desintegração da célula, seguida de morte das células, e dos tecidos, expressando sintomas holonecróticos morte do protoplasma. O tecido infecctado apresenta coloração negra devido à alta intensidade de estruturas fúngicas (esporangiósforos, esporangiósporos, e esporângios) assemelhando com cabeças de alfinete preto. A lesão tem forma anelar, dimensões variadas e profunda atingindo até cinco cm no tecido necrosado. Sobre condições de alta umidade, ocorre o desenvolvimento do micélio e frutificação em esporos ocorrendo uma progressão elevada do patógeno (KIMATI et al., 2005).


Etiologia
   O agente causal é um fungo zigomiceto que não apresenta esporos móveis – aplanósporos (esporangiosporos imóveis) (MYCOBANK, 2011).
O gênero Mucor sp. Compreende cerca de 80 espécies cosmopolitas, sendo considerado o mais representativo e estudado dentre os gêneros de Mucoraceae. Os representantes de Mucor sp. reproduzem-se, assexuadamente, por meio de aplanósporos formados internamente em esporângios e clamidósporos; sexuadamente, pela fusão de dois gametângios geneticamente compatíveis, pertencentes ou não ao mesmo micélio e dando origem ao zigosporo. A maioria das espécies de Mucor spp. vivem como saprófitos do solo, grãos, flores, frutos, restos de vegetais, cogumelos carnosos, fezes de herbívoros e solo afetado por fezes de aves. Em fezes de herbívoros, há trabalhos que demonstram inclusive a sucessão fúngica (ALVES et al., 2002).
    A sua morfologia apresenta dimensões e formas variáveis. Colônia com até 6 mm de altura, composto por esporangiósforos altos e baixos com até 17 mm em diametro, com ramificacão longa a curta, esporangiósporos curto com protusoes  ramificadas e curtas e muitas vezes ramos circinante, parede com incrustações, as partes mais jovens da esporangiósforos cheio de gotas. Esporângios no início branco a amarelado tornando-se cinza-amarronzado na maturidade,ramificação simpodial, esporângios terminais, coloração marrom ou preta, columela claros, globosa ou subglobosa, esporangiósporos são  claro ou pálido em massa globosa, subglobosa ou ovóides, até 80 mm em diam, diminuindo de diâmetro na ordem de arisal (BLOCHWITZ ,1930).
    Ciclo de reprodução da doença é sexual, que esta envolvida em sua sobrevivência, E a reprodução assexual para o fungo mantém na natureza (KIMATI, 1995).

Figura 01. Podridão mole do caju causada pelo fungo mucor circinelloides. A. Sintomas típicos da podridão mole, com lesão profunda e aquosa. B. Podridão com massa de micélio branco com a frutificação em esporos pretos visíveis a olho nu. C. Esporangiósforos 3 mm de altura bar. D. Esporângios (bar =[42,1 µm]).E. Aplanósporos (bar 23.4 µm).
 
Epidemiologia
   O fungo se desenvolve preferencialmente sob temperaturas entre 25° e alta umidade relativa, tendo seu crescimento suprimido em temperaturas inferiores a 5°C. Os hospedeiros mais suscetíveis a podridão (mucor circinelloides) são os frutos carnosos como caju, manga, e pêssego.
   A maioria das espécies de Mucor vive como sapróbia no solo, grãos, flores, frutos, restos de vegetais, agáricos carnosos, fezes de herbívoros (HESSELTINE & ELLIS 1973, TRUFEM 1981a, ALEXOPOULOS et al. 1996, VIRIATO 1996).
   As hospedeiras do fungo trigo, arroz, soja, algodão, feijão, milho, sorgo, cenoura, tomate, girassol, azevém, ervilha e cebola (EMBRAPA, 2010).
No período de maturação dos frutos, favorece a incidência deste patógeno, sendo mais agressivo sobre condições de alta precipitação. Os meios de disseminação da doença se da por respigo de chuvas, ventos e solos (TIEGHEM, 1875).
    O Mucor circinelloides causa uma podridão mole e aquoso caju devido à desintegração da célula seguindo da morte dos tecidos. As lesões mais visíveis são lesões anelares largas e profundas. A penetração se da por ferimento ocorrido na colheita e manuseio (MYCOBANK, 2011).
   É uma doença existente em todo o mundo, transmitida pelos esporos produzidos pelas formas de vida livre presentes na terra. Se infectar pessoas imune deprimidas pode causar infecções que podem ser fatais ou se disseminar por outros órgãos (WIKIPÉDIA, 2011).

Controle
   O controle desta doença inicia-se no campo devendo ter cuidados na colheita e manuseio dos frutos, evitando injurias que sirva de porta de entrada para o patógeno. Sempre realizar as colheitas nas horas mais frescas do dia, manter os frutos em locais sombreados e arejados (EMBRAPA, 2010).
   Os cuidados no manuseio deve se permanecer nas etapas de seleção, embalagem, transporte, e comercialização. É recomendado fazer um resfriamento a 10 graus Celsius antes do embarque. Tratamento com aspectos físicos com aplicações de raios UV-C e de microondas (EMBRAPA, 2010).
    O controle químico realizado com fungicidas sistêmicos é recomendado fungicida a base de chorotaloil, enxofre, mancozeb, oxicloreto de cobre, tiofanato metílico.
O tratamento de pós-colheita, pela imersão ou pulverização de frutos com água quente (48 graus Celsius por 20 minutos) e/ou fungicidas a base de thiabendazole e procloraz (KIMATI, 2005).
      Alternativas no controle de doenças pós-colheita vêm sendo estudadas, e entre elas cita-se o controle biológico. A utilização dos organismos antagonistas como ‘fungicidas vivos’ é de uso recente em pós-colheita, entretanto, parece que o controle de doenças pós-colheita através de organismos vivos não é tão eficaz quanto os fungicidas sistêmicos. Porém são poucos os produtos fitossanitários existentes no mercado. Surge, então, a necessidade de combinar diferentes organismos antagonistas com outras formas de controle biológico, como eleitores de respostas de defesa e fungicidas naturais. No mercado existem alguns biocidas comerciais para uso em pós-colheita de frutos nos Estados Unidos da América (BENATO, CIA e SOUZA, 2001). O controle biológico de doenças pós colheita tem mostrado bons resultados (VALDEBENITO SANHUEZA e CATTANIO, 2001).
   Ele pode ser realizado durante o ciclo da cultura ou após a colheita. O controle, ainda no campo, tem por objetivo evitar a penetração de patógenos nos tecidos e o seu posterior desenvolvimento no período de armazenamento, Já o controle após a colheita tem como objetivo evitar que os patógenos latentes causem podridões e impedir novas infecções. Em condições de pós colheita é possível realizar o controle por ser economicamente viável, haver limitação de superfície de aplicação dos antagonistas e capacidade de controlar as condições ambientais (BETTIOL e GHINI, 1995).
   A seleção dos antagonistas para a atuação em condições de pós colheita deve-se considerar a capacidade do patógeno de penetrar diretamente pela cutícula intacta do hospedeiro, por ferimentos ou por aberturas naturais, além do caso de infecção quiescente (BENATO, 1999).
   Os antagonistas podem exibir uma rápida taxa de crescimento podendo, utilizar efetivamente nutrientes a baixas concentrações e sobreviver e desenvolver na superfície da fruta ou no local de infecção sob temperatura, ph ou condições osmóticas que são desfavorável para o crescimento do patógeno ser geneticamente estável, não patogênico ao hospedeiro, efetiva a baixas concentrações, amplo espectro de ação, fácil aplicação e não produzir substâncias tóxicas ao homem e serem resistentes aos pesticidas (BENATO, 1999).
Não tem produtos registrados no (AGROFIT, 2011) que devem fazer controle da doença da doença da podridão mole no caju.

LITERATURA CITADA

ALVES, M. H.; TRUFEM, S. F. B.; MILANEZ, A. I.; Táxons de Mucor Fresen (Zycomycota) em fezes de herbívoros; Revista brasileira de botânica; São Paulo, SP; vol. 25; n 2; 2002.> , acessado em:
AGROFIT. Disponível em: , acessado em: novembro de 2011.
BENATO, E. A. Controle de doenças pós-colheita em frutos tropicais.  Summa phytopathologica,  v. 25, n1, p. 90-93.1999.
BENATO, E.A. et al. Efeito do tratamento hidrotérmico no controle de podridões pós-colheita em maracujá-amarelo. Summa Phytopathologica, v.27, p.399-402, 2001.
BETTIOL, W.; GHINI, R. In: KIMATI, H. (Ed.). Manual de fitopatologia. Controle biológico. 3 ed. São Paulo: Agronômica Ceres, v. 1, 36,p. 717-728. 1995
CAPPELLINI, R. A.; CEPONIS, M. J. Postharvestb 293 Doenças fúngicas pós-colheita em frutos tropicais, CAATINGA, Mossoró, v.18, n.4,  p.283-299, out./dez. 2005
KIMATI, H, AMORIM, L., REZENDE, J.A.M., BERGAMIN FILHO, A., Manual de Fitopatologia, vol. 2, doenças das plantas cultivadas 4° ed. cap. 31, São Paulo: Agronômicas Ceres, 2005.
KIMATI, H., AMORIM, L., REZENDE, J.A.M., BERGAMIN FILHO, A., Manual de Fitopatologia, vol. 1, doenças das plantas cultivadas 4° ed. cap. 31, São Paulo: Agronômicas Ceres, 2005.
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Boletim Técnico: Ferrugem do pau-d’óleo [Copaifera langsdorffii Desf.] causado por Diorchidium copaifera (P. Syd.) Cummins & Y. Hirats

Fernando Castro de Oliveira
Acadêmico do curso de Agronomia
 
INTRODUÇÃO
   O agente causal da Ferrugem do pau-d’óleo é o fungo Diorchidium copaifera (P. Syd.) Cummins & Y. Hirats (1983). O fungo D. copaifera tem como sinonímia Sphenospora copaiferae P. Syd. (1924) (INDEX FUNGORUM, 2011).
   O agente etiológico D. copaifera pertence ao reino Fungi, divisão Basidiomycota, classe Teliomycetes, ordem Uredinales, família Raveneliaceae e gênero Diorchidium sp. (INDEX FUNGORUM, 2011).
   Segundo Rezende & Dianese (2002), espécies arbóreas da família Leguminosae, algumas exóticas para a região de cerrado, foram introduzidas na arborização urbana do Distrito Federal (DF), Brasília, inclusive no Campus da Universidade de Brasília (UnB), como ornamentais e/ou para sombreamento nos estacionamentos. Anualmente, essas plantas sofrem ataques de fungos causadores de ferrugens. Em áreas urbanas Copaifera langsdorfii Desf. (pau-d’óleo), frequente em matas ciliares, é hospedeiro de D. copaiferae com surtos do patógeno que levam à desfolha total nos meses de julho e agosto.
   Segundo Bedendo (1995), as ferrugens são assim denominadas em razão das lesões amareladas, de aspecto ferruginoso, que causam nos hospedeiros atacados. Os patógenos responsáveis pelas ferrugens são fungos basidiomicetos pertencentes á ordem Uredinales. Estes organismos atuam como parasitas obrigatórios e não apresentam fase saprofítica em seu ciclo vital (não vivem decompondo material orgânico). É importante ressaltar que os teliósporos (células sexuais de reprodução) podem ficar viáveis no material em decomposição, contudo não exercitam sua atividade metabólica e parasítica no tecido morto.
Segundo Bedendo (1995), as ferrugens podem ter ação devastadora sobre seu hospedeiro. Acham-se distribuídas em regiões temperadas e tropicais. O vento tem um papel fundamental na dispersão dos esporos de ferrugem a longas distâncias, permitindo que os mesmos percorram distâncias intercontinentais.
Este trabalho tem por objetivo descrever a doença ferrugem do pau-d’óleo enfatizando aspectos de sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle.
 
MATERIAIS E MÉTODOS

   O trabalho foi feito no Laboratório de Microbiologia do Instituto Federal Goiano-Campus Urutaí.
   As amostras de folhas de pau-d’óleo infectadas com ferrugem foram coletadas na cidade de Brasília-DF. Estas foram levadas para o Laboratório de Microbiologia do IF Goiano-Campus Urutaí para serem analisadas, com o objetivo de se identificar o agente causal da doença. No Laboratório o primeiro passo foi a visualização das folhas em microscópio estereoscópico para a observação das pústulas e preparo de lâminas semi-permanentes.
   Após a visualização das pústulas foram coletadas estruturas do fungo da superfície foliar com o auxílio de uma pinça, por meio da “pescagem direta” e colocadas em uma lâmina contendo uma gota de fixador lactofenol cotton-blue, em seguida colocou-se uma lamínula sobre a lâmina. Retirou-se o excesso de corante com papel higiênico, logo após, vedou-se com esmalte e levou o conjunto para visualização em microscópio óptico.
   Também foram preparadas várias lâminas semi-permanentes com corte histológico para observar a interação entre o patógeno e a estrutura do hospedeiro. Para o preparo dessas lâminas utiliza-se uma lâmina de barbear para realizar cortes bem finos da folha com a pústula.    Após o corte as finas tiras da folha devem ser colocadas em uma lâmina contendo uma gota de fixador lactofenol cotton-blue e em seguida deve-se colocar uma lamínula sobre a lâmina retirando o excesso de corante com papel higiênico e vedar o conjunto com esmalte para que possa ser levado para visualização em microscópio óptico.
   Para esse trabalho foram realizadas microfotografias das estruturas fúngicas no microscópio ótico e das frutificações fúngicas na epiderme das folhas no microscópio estereoscópico, utilizando câmera digital Canon® modelo Power Shot SD750.
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO

Hospedeiro/cultura: Pau-d’óleo     (D. langsdorffii Desf.)       
Família Botânica: Leguminosae (Caesalpinioideae)
Doença: Ferrugem do pau-d’óleo
Agente Causal: Diorchidium copaifera (P. Syd.) Cummins & Y. Hirats (1983)
Local de Coleta: Brasília - DF           
Data de Coleta: agosto/2011
Taxonomia: D. copaifera pertence ao reino Fungi, divisão Basidiomycota, classe Teliomycetes, ordem Uredinales, família Raveneliaceae e gênero Diorchidium sp. (INDEX FUNGORUM, 2011).

Sintomatologia: A lesão provocada pelo fungo pode ser visualizada na forma de pústulas de coloração morrom-avermelhada, podendo enegrecer em estádio avançado de desenvolvimento (Fig. 1C). As lesões são circulares e pequenas. Elas são encontradas basicamente nas folhas, mais especificamente na parte abaxial, sendo mais frequentes nas folhas mais novas. Elas encontram distribuídas uniformemente por todo o folíolo (Fig. 1B). Em casos de ataques severos pode ocorrer a desfolha total da planta.
Etiologia: Espermogônios e écios não-vistos (HENNEN et al., 2005). Urédios (147-) 227 (-392) x (98-) 162 (-196) μm, hipófilos, subepidérmicos, irrompentes, pulverulentos, laranja-ferrugíneos, parafisados. Paráfises (40-) 55 (-80) x (8-) 10 (-12) μm, curvadas sobre as urédios, himeniais e periféricas, em fascículos, oriundas de células curtas, septadas. Urediniósporos (27-) 38 (-50) x (12-) 14 (-18) μm, longos, curvados, reniformes ou elípticos, laranja-ferrugíneos, equinulados uniformemente com a base das equinulações cercada por nervura; dois poros germinativos equatoriais, unizonados; paredes laterais (1,5 - 2,0 μm de espessura) e parede apical (3 - 6 μm). Télios (118-) 227 (-392) x (98-) 157 (-196) μm, marrom-claros, pulverulentos, parafisados (Fig. 1D). Paráfises iguais as do urédio. Teliósporos (37-) 43 (-55) x (12-) 19 (-25) μm, pedicelados, bicelulares, elipsóides a obovóides, com um septo vertical, cada célula com uma projeção apical arredondada com 6 x 5 μm de diâmetro; paredes 1,0 - 1,5 μm de espessura, translúcidas, com um poro germinativo apical em cada célula (Fig. 1E). Pedicelos com até 40 μm de comprimento, hialinos. Germinação externa sem período de dormência (REZENDE & DIANESE, 2002).
Existem apenas 37 espécies de Diorchidium descritos em literatura. O gênero não apresenta formae speciales, subespécies e variedades (INDEX FUNGORUM, 2011).

Tabela 01. Comparação entre das estruturas morfológica entre o isolado identificado com a descrição feita por (REZENDE & DIANESE, 2002).

 

Figura 1. Fase de télia do fungo Diorchidium copaifera em folhas de pau-d’óleo (Copaifera langsdorfii), A. Arvore de pau-d’óleo hospedeira de D. copaifera (bar= 40 cm), B. Pústulas distribuídas uniformemente na parte abaxial dos folíolos (bar= 0,7 cm), C. Télio escuro e errompente (bar= 0,3 mm), D. Corte transversal do télio mostrando a epiderme rompida (bar= 56 µm), E. Teliósporo elipsóide com septo vertical, translúcido e com pedicelo (bar= 19 µm).

 Epidemiologia: Tanto os urediniósporos quanto os teliósporos podem ser espalhados pelo vento ou pela água, e a planta doente passa a atuar como fonte do inoculo. As condições climáticas que favorecem a ocorrência da doença estão ligadas as condições de temperatura, umidade, molhamento foliar relacionado ao período de verão. É no período de inverno que se evidencia a produção de pústulas teliais (evento típico para a maioria das ferrugens – sobrevivência). No entanto, de modo geral, a presença de elevada UR e de temperaturas amenas são propicias ao desenvolvimento deste tipo de doença (KIMATI et al., 2005).
Segundo Hennen & Buriticá (1980) apud Franca & Sotão (2009), os fungos causadores de ferrugem são parasitas obrigatórios que apresentam grande diversidade e especificidade em relação aos hospedeiros, incluindo musgos, samambaias, gimnospermas e várias famílias de monocotiledôneas e dicotiledôneas, ocorrendo em cerca de 260 famílias (Hennen & Buriticá 1980).
Farr & Rossman (2011) apontaram em seu banco de dados que no mundo existe quatro registros de Diorchidium copaifera infectando duas espécies de árvores, ambas registradas apenas no Brasil, sendo: Copaifera langsdorffii (HENNEN et al.,  2005) e Copaifera sp. (HENNEN et al., 1998; MENDES et al., 1998; HENNEN et al.,  2005).

Controle: Como o pau-d’óleo é uma espécie que não possui grande importância econômica as medidas de controle para suas doenças são pouco estudadas. Assim basicamente não se encontram recomendações de controle para a ferrugem do pau-d’óleo.
Controle cultural: Recomenda-se também retirar e eliminar as folhas doentes que cairam, pois estas são fonte de inoculo da doença. Em caso de plantio para arborização recomenda-se plantar as arvores com um espaçamento maior para não adensar e facilitar a epidemia.
Controle químico: Não existe nenhum produto registrado, no Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento, (MAPA) para o controle dessa doença. Também não existe registro para nenhuma outra espécie de Diorchidium sp. (AGROFIT, 2011)
Controle genético: A busca de variedades resistentes, seja mediante a seleção dentro dos recursos genéticos existentes, seja mediante a geração de novas variedades por hibridação, é um método que até o momento não se utiliza pelo fato desta planta apresentar pouco interesse econômico.
Controle biológico: Também não se tem relatos de controle biológico empregados no controle dessa doença. Estudos com esse tipo de controle, geralmente, são feitos para espécies de grande interesse econômico.


 LITERATURA CITADA
AGROFIT, sistema de agrotóxicos fitossanitários. Disponível em: . Acesso em: outubro de 2011.
BEDENDO, I. P.. FERRUGENS  in: BERGAMIN FILHO, A., KIMATI, H., AMORIM, L. (Ed.) Manual de fitopatologia. São Paulo: Agronômica Ceres, 1995.v.1, p.872-880.
FARR, D. F., & ROSSMAN, A. Y. Fungal Databases, Systematic Mycology and Microbiology Laboratory, ARS, USDA. 2011. Disponível em: . Acesso em: set./2011.
FRANÇA, I. F.; SOTÃO, H. M. P.. Novos registros de Ferrugens (Uredinales) sobre Fabaceae para o Brasil Acta bot. bras. 23(3): 860-863. 2009.
HENNEN, J. F., FIGUEIREDO, M. B., DE CARVALHO, A. A., JR., AND HENNEN, P. G.. Catalogue of the species of plant rust fungi (Uredinales) of Brazil. Unknown journal or publisher, 490 pages. 2005.
HENNEN, J. F., SOTAO, H. M. P., AND HENNEN, M. M. W.. The genus Diorchidium in the Neotropics. Mycologia 90: 1079-1086. 1998.
INDEX FUNGORUM, banco de dados para consulta de táxons fúngicos. Disponível em:< http://www.speciesfungorum.org/Names/SynSpecies.asp?RecordID=288652>. Acessado em março de 2011.
KIMATI, H., AMORIM, L., REZENDE, J.A.M., BERGAMIN FILHO, A., Manual de Fitopatologia, vol. 2, doenças das plantas cultivadas 4° ed. cap. 53, pág 469, São Paulo: Agronômicas Ceres, 2005.
MENDES, M. A. S., DA SILVA, V. L., DIANESE, J. C., and et al.. Fungos em Plants no Brasil. Embrapa-SPI/Embrapa-Cenargen, Brasilia, 555 pages. 1998.
REZENDE, D. V.; DIANESE, J. C.. Aspectos taxonômicos de Uredinales infetando leguminosas utilizadas na arborização urbana do Distrito Federal. Fitopatologia Brasileira 27: 361-371. 2002.

Boletim Técnico: Mancha foliar de língua de vaca (Rumex obtusifolius L.) de agente causal desconhecido

Aldemir Souza Oliveira
Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO

   A planta Rumex obtusifolius L. mais conhecida como língua-de-vaca, labaça e outros nomes populares, possui sinonímias de Rumex erispatulus Michx. R. obtusifolius subsp. agrestis (Fr.) Danser e R. obtusifolius var. agrestis Fr., pertencente ao reino Plantae, filo Magnoliophyta, classe Magnoliopside, ordem Caryophyllales, família Polygonaceae do tipo subespontânea  e gênero Rumex sp. é uma planta perene, ereta, não ramificada, com grossa e profunda raiz pivotante, glabra, com até 1,20 m de altura (NATURDATA, 2011 e FLORASBS, 2011 ).
Possui dispersão zoocórica é teu habitat e o Cerrado e Mata Atlântica, na Floresta Ombrófila Mista distribuída geograficamente no Nordeste (Bahia), Centro-Oeste (Distrito Federal), Sudeste (Minas Gerais, São Paulo, Rio de Janeiro) e Sul (Paraná).
   É uma planta daninha muito freqüente na região Sul do Brasil, onde é encontrada infestando pastagens, beira de estradas, solos cultivados, pomares e terrenos baldios.
   Tem sua propagação através de sementes ou por divisão da raiz pivotante. As sementes alcançam até 21 anos de longevidade no solo, ocorrendo ainda assim um percentual de 83% de germinação (FLORASBS, 2011).
   Esta invasora muito comum na região Sul do país, onde infesta pastagens, beira de estradas, culturas anuais, pomares e terrenos baldios pode produzir 60 mil sementes em uma planta com elevado grau de germinação pós-maturação. Entretanto aquelas que ficam enterradas profundamente podem permanecer dormentes por anos (AGROLINK, 2011).
   O gênero Rumex sp. é uma palavra latina antiga que significa “lança”, recorrendo a forma das folhas e R. obtusifolius "Obtusi 'latin," sem corte "e" folium', 'folha' para a forma (ROBERTSON, 2008; PLANTAS MEDICIANAIS & FITOTERAPIA, 2010).
   A planta Rumex sp. é um gênero de cerca de 200 espécies de ervas anuais, bienais e perenes. Inclui espécies medicinais como Rumex crispus, R. occdentalis, R. venosus, R. obtusifolius, e R. sangineus. Normalmente é utilizada contra acne, anemia, câncer, constipação, convalescença, desintoxicação por metais pesados, doenças venéreas, eczema, enfisema, estafilococo, glândulas inchadas, icterícia, laringite, lombrigas, psoríase, sarna e urticárias, tendo suas propriedades medicinais adstringente, antibacteriano, colagogo, diurético, febrífugo, laxante, purgante e tônico de sangue (PLANTAS MEDICIANAIS & FITOTERAPIA, 2010).
   O Rumex é utilizado na medicina popular para melhorar a função dos rins, fígado, glândulas linfáticas e intestino, ao mesmo tempo que ajuda no processo de limpeza natural do corpo. Foi usado para ajudar o corpo a eliminar poluentes, inclusive metais pesados como o arsênico.     Ajuda a eliminar o excesso de ferro armazenado no fígado, em quanto o deixa mais disponível para o resto corpo. O Rumex é constituído de glicosídeos de antraquinona, taninos, resinas, oxalatos e ferro. Suas folhas possuem altas concentrações de oxalato, que podem prejudicar a absorção de cálcio e potencialmente agravar pedras no rim se usadas com excesso (PLANTAS MEDICIANAIS & FITOTERAPIA, 2010).
   De acordo com Robertson (2008) ainda não relataram incidentes em humanos, mas essa e outras espécies de Rumex sp. têm sido associados com intoxicação em ovinos e bovinos.
O componente tóxico é oxalatos de cálcio, estes cristais em forma de agulha pode irritar a pele, boca, língua e garganta, resultando em inchaço da garganta, dificuldades respiratórias, dor, ardor e dor de estômago.
   Oxalatos em plantas preferencialmente se ligam ao cálcio no organismo. Ingestão regular em pequenas quantidades pode levar a deficiência de cálcio e para a acumulação de pedras nos rins se o oxalato de cálcio formado não é excretado.

MATERIAIS E MÉTODOS

   O trabalho foi desenvolvido no Laboratório de Microbiologia onde ocorreram as seguintes etapas: Primeiramente foi feita uma assepsia do material das amostras de folhas sintomáticas, que foi coletado no campo pelo método da tríplice lavagem, que consiste em mergulhar por 3 minutos com álcool [70 %], depois por mais 3 min. com hipoclorito de sódio [3 %] e depois lavagem seriada com água destilada (3X). Posteriormente uma lamina feita com fixador e fita durex foi confeccionada, depois as folhas doentes foram levadas em um microscópio estereoscópio (lupa), com um auxilio de uma lamina de barbear foi cortado tiras bem finas entre a folha sadia e as lesões causadas pelo patógeno e feita outra lâmina com corte histológico.  As lâminas também foram feitas pelo método da raspagem do tecido lesionado, as estruturas foram coletada com um auxilio de uma pinça e colocadas uma gota de corante para posteriormente fechá-las com uma lamínula. Depois desta etapa, a lâmina foi levada ao microscópio óptico para identificação etiológica.
   Fragmentos das folhas sadias foram levados para a câmara de fluxo laminar para depósito em meio de cultura ágar agua. Após incubação por 48 horas fragmentos de micélio foram repicados para uma placa de Petri contendo meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA). E ainda uma fração da amostras foi levada para o microscópio estereoscópico (lupa) para confecção de lâminas e realização de microfotografias, sendo a mesma da marca Canon®.
   A caracterização morfométrica e morfológica dos conídios, conidióforos e células conidiogênicas foi realizado para ajudar na identificação do patógeno.

RESULTADOS E DISCUSSÃO
Hospedeiro/cultura: Língua-de-vaca (Rumex obtusifolius L.)       
Família Botânica: Polygonaceae
Doença: Mancha foliar
Agente Causal (anamorfo): Desconhecido
Local de Coleta: Bento Gonçalves, RS
Data de Coleta: Agosto de 2011

Taxonomia: Pertence ao reino Fungi, grupo fungos mitospóricos, sub-grupo hifomicetos, (INDEX FUNGORUM, 2011) e no isolamento do fungo em placa de Petri, não foi encontrado fase teleomórfica.

Sintomatologia: O sintoma observado é holonecrótico do tipo mancha foliar em língua de vaca (Figura 1A). As lesões apresentam-se distribuídas uniformemente no limbo foliar, possuem formato esférico elíptico, e não cobrem toda a superfície foliar (Figura 1B). Na área onde distribui-se as lesões necróticas observou-se um amarelecimento generalizado.
Não observou-se abscisão foliar e sim um crestamento envolvendo uma aplicação do tecido doente contendo lesões necróticas e áreas cloróticas.
A lesão apresenta um centro pálio com circunferência marrom e halo arroxeado, apresentando diâmetro de 2 – (6) – 12 mm de diâmetro (Figura 1B).
Os sinais observados são distribuídos em circunferência, branco-hialinos, pulverulentos e observados com freqüência na face abaxial em órgãos mais maduros.

Etiologia (Sinais): O patógeno identificado apresentou micélio hialino, septado pouco abundante.
Os conidióforos são hialinos, alongados, septados e algumas vezes agrupados, possuem proliferação simpodial, o conidióforo cresce em direção ao ápice sendo denominado de acroáuxico, macronematoso, o arranjo é mononematoso ou esporodoquial. A conidiogênese é blástica do tipo esteroblástica do tipo tretica. As dimensões encontradas dos conidióforos foram comprimento 82–(89)–105 x 5-(6)-8µm (Figura 1H).
As células conidiogênicas possuem proliferação simpodial e integrada ao conidióforo, possuindo dimensões de 55–(32)-95 x 5–(7)–8µm (Figura 1I).
O conídio hialino de superfície lisa e parede espessa, formato obovóide a cilíndrico, amero septado, raramente didimoseptado, possui cicatriz de secessão e não é produzido em cadeia. O conídio possui secessão do tipo esquizolítica e tem dimensões de 2,5–(3,5)–4 x 0,75–(1,03)–1,25 µm de largura (Figura 1E).

Figura 1. Mancha foliar incidente em folhas de Língua-de-vaca (Rumex obtusifolius), A. grau de severidade na parte adaxial (bar= 2,5cm), B. incidência do patógeno na planta hospedeira em habitat natural, (bar= 3,5cm), C. lesão causada pelo patógeno, (bar= 1,8mm), D. presença do hilo, (bar= 11,6µm), E. Conídio hialino, e1.  ameroseptado, e2. septado, (bar= 11,6µm), F. variação na forma do conídio, (bar= 11,6µm), G. Cicatriz no conidióforo da produção de um conídio, (bar= 30µm), H. produção de conidióforos agrupados, (bar= 30µm), I. célula conidiogênica, (bar= 5,8µm).

Epidemiologia: As condições em que se encontraram plantas de língua-de-vaca, distribuídas aleatoriamente no campo eram de chuvas periódicas, clima mesotérmico, com variação de 12 a 25° (dia/noite). Em todas a plantas notadas no campo observou-se o sintoma de manha foliar com halos arroxeados. Fazendo-se uma análise visual, a área estimada do tecido lesionado das amostra coletadas em campo variou de 3 a 25% de severidade.
No início achava-se que o patógeno era Asteroma sp. e de acordo com Farr & Rossman (2011) chegamos a conclusão que em seu banco de dados existe sete registros de Asteroma sp. infectando sete espécies de hospedeiros, sendo elas: Cordia toquete na Venezuela (URTIAGA, 2004); Cousinia hamadae no Uzbequiatao (GAPONENKO, N.I. 1965); Dryas octopetala na Suiça (FISHER et al. 1995); Jatropha curcas na Venezuela (URTIAGA R., 2004); Phytolacca sp. nos EUA (ANONYMOUS, 1960) e Senecio integerrimus nos EUA (SHAW, 1973).

Controle: De acordo com o Agrofit (2011), não existe nenhum registro de molécula química (fungicidas) para controle deste patógeno. Como se trata de uma planta infestante a incidência deste patógeno é encarada como benéfica de acordo com o nosso ponto de vista, pois ele em condições de campo age como um bioherbicida.

LITERATURA CITADA

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INDEX FUNGORUM. Disponível em: . Acessado em Novembro de 2011.
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URTIAGA, R. 2004. [Host index of plant diseases and disorders from Venezuela - Addendum]. Unknown journal or publisher : 268.

Boletim Técnico: Mancha foliar em Trevo branco [Trifolium repens L.] causado por Cymadothea trifolli (Pers.) F. A. Wolf

Patrícia Vaz
Acadêmica do curso de Agronomia

1.    INTRODUÇÃO
 O trevo branco (Trifolium repens L.) é uma das plantas silvestres mais conhecidas em lameiros, terrenos cultivados, margens dos rios e caminhos, frequentemente formando tapetes densos. Em muitas situações é considerada uma planta invasora causando alguns problemas de difícil solução, principalmente quando aparece junto com as relvas dos jardins. Em contrapartida, há regiões onde esta espécie e outras semelhantes, são cultivadas extensivamente e usadas para alimentar o gado. Sob certas condições fixa certos nutrientes ao solo pelo que muitas vezes é cultivada e enterrada, antes da floração, servindo como adubo (PLANTAS E FLORES DO AREAL, 2011).
   O trevo branco pertence às Fabaceae, uma das maiores famílias botânica também conhecida por Leguminosae e que compreende cerca de 20.000 espécies divididas em mais de 700 gêneros. O gênero Trifolium possui mais de duzentas espécies diferentes de plantas similares que são vulgarmente conhecidas como trevos. Embora existam algumas destas espécies que apresentam 4, 5 e até mais de 20 folhas, as mais conhecidas nas nossas regiões temperadas são as que apresentam apenas três folhas (PLANTAS E FLORES DO AREAL, 2011).
    Foi encontrada apenas uma espécie pertencentes ao gênero Cymadothea trifolii (Pers) F. A. na natureza ao qual possui o posicionamento taxonômico da seguinte forma: reino Fungi, divisão Ascomycota, classe Dothideomycetes, subclasse Dothideomycetidae, ordem Capnodiales e família Mycosphaerellaceae (ÍNDEX FUNGORUM, 2011).
    O fungo C. trifolii (Pers) F.A. tem várias hospedeiras pelo mundo como: Trifolium alpestre na Polônia (MULENKO et al., 2008), Trifolium cyathiferum em Washington (SHAW, 1973), Trifolium fendleri em Novo México (ANONYMOUS, 1960) e Nevada (ANONYMOUS, 1960), Trifolium hybridum em Minnesota ( RENFRO e  WILCOXSON, 1960), estados do Nordeste (KILPATRICK, 1956), Nova York (KILPATRICK, 1956), Oregon (SHAW, 1973), Faixa de host (ANONYMOUS, 1960) e Washington (SHAW, 1973), Trifolium incarnatum nos países do Oriente (ANONYMOUS, 1960) em Georgia (HANLIN, 1963), Louisiana (ANONYMOUS, 1960) e entre outros países.
   Em um estudo observou-se que mancha fuliginosa era "a doença mais freqüentemente presemte" em locais de amostragem em Inglaterra e País de Gales, com número de folhas danificadas que vão 4-21% (Lewis & Thomas 1991). Cymadothea trifolii é comum em espécies  Trifolium (Fabaceae), mas também foi relatado em alfafa (Medicago sativa) (PUSCHNER, 2005).
   Embora o fungo não seja considerado um patógeno agrícola sério, tem um impacto significativo nas plantações de trevo utilizadas para a nutrição animal, e é freqüentemente encontrado em local natural (SIMON et al., 2009).
   Apesar de a morfologia de C. trifolii ter sido devidamente documentado (WOLF, 1938), nenhuma evidência molecular está atualmente disponível para esclarecer sua taxonomia por ser um parasita obrigatório (SIMON et al., 2009).
   Infectando trevo branco têm-se vários patógenos causadores de doenças registrados, como: Absidia sp. em New Hampshire (KILPATRICK, 1959), Aphanomyces euteiches em  New Zealand (PENNYCOOK, 1989), Ascochyta trifolii em Scotland (FOISTER,  1961), Aspergillus flavus em New Hampshire (KILPATRICK, 1959), Colletotrichum sp. no Brazil ( MENDES, et al, 1998), Cymadothea trifolii em Alaska (CASH,  1953), Gibberella avenacea em New Zealand (PENNYCOOK, 1989)  e  Phomopsis sp. em Nova Zelandia (PENNYCOOK, 1989).
O objetivo do trabalho é identificar, descrever e apontar a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e o controle de Cymadothea trifolii incidente nas folhas de trevo branco.

2. MATERIAIS E MÉTODOS

   O trabalho foi realizado no Laboratório de Microbiologia do IFGoiano- Campus Urutaí-GO, e o material coletado para descrição  da doença foi em Bento Gonçalves/ RS no dia 18 de agosto de 2011.        
   Para o preparo de lâminas semi-permanentes foi utilizado o método de “pescagem direta” onde coletou-se os esporos e os depositou sobre uma lâmina com uma gota do fixador cotton-blue, constituído por 2,6 mL de ácido acético, 62,5 mL de ácido lático, 100 mL de glicerina, 100 mL de água destilada. Em seguida colocou-se uma lamínula sobre a lâmina, limpou-se o excesso do fixador com papel higiênico e vedou-se com esmalte.
   Para o preparo do corte histológico foi utilizado gilete e parte do tecido com presença de estruturas do fungo e lesão. Os cortes foram realizados com auxílio do microscópio estereoscópico e colocados em uma lâmina contendo fixador, cotton-blue, e vedados com esmalte.
   Todas as lâminas foram analisadas no microscópio óptico com objetivo de visualizar estruturas do fungo e suas fases de desenvolvimento. As microfotografias foram feitas com câmera digital Canon® modelo Power Shot A580. As fotografias foram agrupadas utilizando o programa da Microsoft Office denominado de Power Point 2007.

3.RESULTADOS E DISCUSSÃO

Hospedeiro/cultura: Trevo branco (Trifolium repens L)
Família Botânica: Fabaceae
Doença: Fuligem ou mancha preta do trevo.
Agente Causal: Cymadothea trifolii (Pers) F. A.
Local de Coleta: Bento Gonçalves/RS.
Data de coleta: 18/08/2011.
Taxonomia: Pertence ao reino Fungi, divisão Ascomycota, classe Dothideomycetes, subclasse Dothideomycetidae, ordem Capnodiales e família Mycosphaerellaceae, sua fase anamórfica é conhecida como Cymadothea Kunze Kunze & Schmidt (INDEX FUNGORUM, 2011).


Sintomatologia: Nas folhas jovens e maduras, surgem pequenos aglomerados  aveludadas  pretas espalhadas pela folha da planta parasitada (DOMINGUEZ, 2011).
O primeiro sintoma ocorre em superfícies inferiores da folha com pontos minúsculos de cor verde-oliva. Ampliando os pontos, tornam-se mais espessa e mais escura, e, eventualmente, se assemelham a uma almofada aveludada, de cor preta elevado. No outono, as almofadas são substituídas por outras áreas pretas que têm uma superfície brilhante. Manchas cloróticas que se tornam necróticas aparecem na superfície superior da folha em frente à almofada. Doença grave faz com que a folha inteira fique marrom, causa a desfolha e morte (NYVALL, 1991).
     O fungo C. trifolii diferencialmente, dissolve o anfitrião  da  parede celular na área de contato: elementos esqueléticos (celulose e xiloglucanos) são deixados intactos, enquanto a matriz de pectina fica degradado (SIMON et al. 2005b). Assim, o patógeno presumivelmente aumenta o tamanho dos poros da célula da parede celular da  hospedeira sem romper totalmente a integridade da célula atacada (SIMON et al, 2009).
O plasmalema da planta, em frente ao aparelho de interação, invagina para produzir uma bolha no hospedeiro. O aparelho interação e bolha de acolhimento são apoplástica e são ligados por um tubo com uma bainha de elétron denso que pode canalizar os nutrientes do hospedeiro ao patógeno. Dentro do tubo, as paredes das células do hospedeiro e parasita aparecem alteradas. O aparelho interação e bolha de acolhimento poderá ser análogo ou haustório em outros fungos biotrófico obrigatório (SIMON et al , 2004).


Etiologia (Sinais): O fungo apresenta colônias puntiformes ou efusas de coloração marrom oliváceas. O micélio é imerso, o estroma  é pseudoparenquimatoso, marrom a escuro. As cetas e os hifopódios são ausentes.  Conidióforos macronematosos, mononematosos, cespitosas, não ramificados ou com várias ramificações ao redor de um ponto, acima pode apresentar uma curvatura ou muitas vezes um afinamento em um lado da curvatura, muitas vezes podem ser torcido, de coloração medianamente marrom palha, e apresenta superfície lisa. A célula conidiogênica poliblástica, terminal, integrada,  simpodial, cilíndrica, ondulada, cicatrizada, apresenta cicatrizes largas, plana, unilateral (ELLIS, 1971).
Apresenta colônias efusas ou puntiformes de coloração marrom oliváceas.  Micélio imerso. Estroma pseudoparenquimatoso, marrom a preto.  Pseudoparenquimatoso indistinta. Conidióforo em grupos, parte, não ramificados na curvatura superior, muitas vezes espessa no lado de distância da curvatura, ondulado, muitas vezes torcido, de coloração média a castanho claro, liso, até 100x 6-9µ.  Células conidiogênica  terminal, simpodial, ondular, cilíndrico, cicatrizada, com grandes cicatrizes unilaterais plana. Conídios macronematosos solitária, simples, cuneiformes ou piriforme, hialino a castanho claro, liso ou verrucoso, 1-septado, 17-24 µ de comprimento, 13-24 µ de espessura  na  parte mais larga, M 4-5µ na base. Em folhas de Trifolium a doença que causa mancha de fuligem foi encontrada nos países de Etiópia, Europa, Índia, Iraque, Israel, Jamaica, Quênia, Nova Zelândia, América do Norte, Paquistão (SCHMIDT, 1817).
O fungo C. trifolii foi descrito por (Pers.) F.A. Wolf 1935 e possui uma sinonímia sendo: Sphaeria trifolii Pers. 1801 (INDEX FUNGORUM, 2011). Segundo Farr & Rossman 2011, possui três sinonímias sendo: Plowrightia trifolii Kill. 1923, Mycosphaerella killianii Petr. 1941 e Dothidella trifolii Bayliss-Elliott & Stansfield 1924 (FARR & ROSSMAN, 2011).
Cymadothea trifolii, um patógeno biotrófico de folha, forma uma estrutura única dentro de suas próprias hifas, presumivelmente para a absorção de nutrientes de seu hospedeiro. Esta estrutura, chamada de um aparelho de interação, consiste de longas, finas, muitas vezes, rede, como cisternas rodeadas por uma membrana contínua, com a membrana plasmática fúngica.  Entrar na fase de conídios no estroma é estabelecido sob a epiderme inferior.  Células  no estroma produzem conídios e conidióforos de paredes espessas, que crescem simpodialmente. Ambos os conidióforos e conídios contêm uma estrutura que nós consideramos como uma organela nova com a função ainda desconhecida (SIMON et al, 2005).

Tabela 1. Características morfológicas e morfométricas dos isolados encontrados.

Figura 1. Fuligem preta (Cymadothea trifolii) no trevo branco (Trifolium repens L.) A. Trevo branco, B. Sintoma na parte inferior da planta, mancha foliar, C. Detalhes da lesão, mancha clorótica na superfície da folha, D. Conidióforos agrupados (bar= 1.83µ), D. célula conidiogênica poliblástica (bar= 1.6 µ), E. Conídios macronematosos (bar= 22.86 µ), G. Conídio (bar= 15 µ) e conidióforo (bar= 10 µ), H. Conídio com um septo (bar= 32.5 µ), I. Conidióforo não ramificado (bar= 65.62 µ).

Epidemiologia: O ascomiceto Cymadothea trifolii, um membro de Dothideomycetes, é único entre os fungos biotróficos obrigatórios e possui a capacidade para apenas degradar parcialmente a parede celular do hospedeiro e na formação de um aparelho de interação incrivelmente complexa (IA) em suas próprias hifas, enquanto a célula da planta é atacada, o anfitrião é acionado para produzir uma bolha membranosa em frente ao IA (SIMON et al., 2009). 

   Embora o fungo não seja considerado um patógeno sério agrícola, tem um impacto significativo nas plantações de trevo utilizadas para a nutrição animal, e é freqüentemente encontrado em locais natural. Em um estudo observou-se que a fuligem preta era "a doença mais freqüentemente gravado" em locais de amostragem em Inglaterra e País de Gales, com o número de folhas danificadas que vão 4-21% (LEWIS & THOMAS, 1991).   O fungo C. trifolii é comum em espécies de Trifolium (Fabaceae), mas tambémfoi relata do em alfafa (Medicago sativa) (PUSCHNER, 2005).    O patógeno entra na folha através dos estômatos e prolifera intercelularmente.  Nutrientes são assumidamente obtidas através de uma interação aparelho produzidas dentro do hospedeiro pelas hifas, em frente ao qual a célula hospedeira é acionada onde invaginam seu  plasmalema. Raras tentativas de “auto-parasitismo "também foram vistos.

Controle: Para controle químico não foi encontrado nenhum registro no Agrofit.
Para um controle cultural fazer monitoramento no local e arrancar as plantas que apresentarem os sinais da doença.
Por ser uma doença pouco conhecida não há registros de melhoramento genético para Trifolium repens.

LITERATURA CITADA
ANONYMOUS . Index of Plant Diseases in the United States. U.S.D.A. Agric. Handb. 165: 1-531, 1960.
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