segunda-feira, 2 de maio de 2011

Ferrugem Asiática (Phakopsora pachyrhizi) incidente em folha de soja (Glycine max)



Ferrugem Asiática (Phakopsora phachyrhzi) incidente nas folhas de soja
(Glycine max)

Leonel Teixeira Junior
Acadêmico do curso de agronomia

INTRODUÇÃO

A soja é cultivada em diversas regiões tropicais e subtropicais, das quais os Estados Unidos (EUA) e o Brasil são os maiores produtores e exportadores mundiais dessa cultura (Agrianual, 2001).

A ferrugem asiática causada pelo fungo, Phakopsora pachyrhizi Syd. & P. Syd, da soja é uma das doenças de maior importância desta cultura na atualidade, pelo grande potencial de perdas na produtividade. Originária da Ásia onde foi primeiramente identificada no Japão no início do século 20, ocorre em diversos países da Ásia e na Austrália. Na década de 1990 foi relatada pela primeira vez no continente africano, (Alves et al., 2011).


Foi identificada pela primeira vez no continente americano em março de 2001, no Paraguai e, em maio de 2001, no Brasil, no oeste e norte do Paraná. Amostras de folhas infectadas foram analisadas por meio de técnicas moleculares no laboratório do USDA/ARS, EUA e comparadas com amostras de P. meibomiae, sendo realizada a confirmação da introdução de P. pachyrhizi America do sul. Em função da fácil disseminação com o vento pode ser encontrada em praticamente todas regiões produtoras do Brasil com reduções de ate 75% de produtividade, (Kimati et al., 1997).

O sucesso da infecção do patógeno depende da seqüência de eventos determinada pela germinação de esporos, formação de apressório e penetração. Cada um desses eventos e a subseqüente colonização e esporulação são influenciadas por fatores bióticos e abióticos (Alves et al., 2011).


A ocorrência da ferrugem está diretamente associada às condições climáticas. Temperaturas do ar inferiores a 28ºC e molhamento foliar superior a 10 horas favorecem a infecção da planta (Embrapa Soja, 2011).


O fungo pertence ao Reino Fungi, Divisão Basidiomycota, Classe Urediniomycetes, Sub-classe Incertae sedis, Ordem Uredinales, Família Phakopsoraceae, Gênero Phakopsora e Espécie Phakopsora pachyrhizi (Index Fungorum, 2010; Kirk et al., 2001).


O presente trabalho tem como objetivo identificar, descrever e apontar medidas de controle de P. pachyrhizi incidente em folhas de soja.

MATERIAL E MÉTODO

O trabalho foi conduzido no laboratório de microbiologia do Instituto Federal Goiano campus Urutaí. As amostras de soja foram coletadas no campo experimental do Instituto Federal Goiano campus Urutaí, em seguida foram levadas ao laboratório para fazer fotos sintomáticas ao ar livre com o auxilio de uma cartolina branca. No microscópio estereoscópico foram realizadas fotos ampliadas para melhor visualização das estruturas e dos sintomas para facilitar a identificação da espécie, que é P. pachyrhizi.


Para o preparo de laminas semi-permanentes com presença de esporos foi utilizado o método de pescagem direta onde coleta-se os esporos e os colocam sobre uma lamina com uma ou duas gotas do fixador cotton-blue, constituído por 2,6ml de ácido acético, 62,5mL de ácido lático, 100 mL de glicerina, 100 mL de água destilada. O corante apresentou uma diluição de 1g para 10 mL de etanol 70%. Em seguida coloca-se uma lamínula sobre a lamina, limpa-se o excesso do fixador com papel higiênico e veda-se com esmalte.

Para o preparo do corte histológico foi utilizado gilete e parte do tecido com presença de estruturas do fungo e lesão. Os cortes foram realizados com auxilio do microscópio estereoscópico e colocados em uma lamina com fixador, cotton-blue, e vedados com esmalte.


Após o preparo de laminas com corte histológico, foi realizado o teste de germinação dos esporos, com o objetivo de observar as fases de desenvolvimento do fungo. Para a execução do teste de germinação foi utilizado o método de raspagem direta dos esporos na folha de soja. O método da raspagem direta consiste na utilização de água destilada e estéril, folha com presença de esporos, meio Agar água, lamina, lamínulas e instrumento para raspagem. Com auxilio de um instrumento de raspagem raspa-se as folhas contendo esporos e os colocam sobre uma lamina com uma ou mais gotas de água destilada e estéril, fazendo um concentrado de esporos, em seguida coloca-se gotículas do concentrado de esporos em várias partes da placa contendo meio



Agar água e os cobrem com lamínulas. O preparo das laminas, para observação dos esporos germinados, acontece após uma semana da preparação do teste de germinação, para isto é necessário pinça, laminas e fixador cotton-blue. Com auxilio da uma pinça coleta-se uma lamínula da placa utilizada para o teste de germinação, e a coloca na lamina contendo fixador limpa-se o excesso e veda-se com esmalte. Repita o procedimento com todas as lamínulas presentes na placa.

Todas as laminas foram analisadas no microscópio óptico com objetivo de visualizar estruturas do fungo e suas fases de desenvolvimento, as microfotografias foram feitas com a câmera digital Canon® modelo Power Shot A580 e editadas com o programa Office Picture Manager e a prancha confeccionada no Microsoft Office Power Point 2007.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Hospedeiro/cultura: Soja (Glycine max (L.)Merrill).
Família Botânica: Fabaceae
Doença: Ferrugem-asiática-da-soja
Agente Causal: Phakopsora pachyrhizi Sydow & P. Sydow. (1914).
Local de Coleta: Fazenda Palmital, Urutaí, GO.
Data de Coleta: 14/03/2011
Taxonomia: O fungo pertence ao Reino Fungi, Divisão Basidiomycota, Classe Urediniomycetes, Sub-classe Incertae sedis, Ordem Uredinales, Família Phakopsoraceae, Gênero Phakopsora e Espécie Phakopsora pachyrhizi (Index Fungorum, 2011; Kirk et al., 2001).

SINTOMATOLOGIA

Os sintomas aparecem em qualquer fase de desenvolvimento da cultura, são vistos principalmente nas folhas, mas podem ocorrer em cotilédones e hastes. Nas folhas os primeiros sintomas são caracterizados por minúsculos pontos mais escuros que os tecidos sadios possuem coloração esverdeada a cinza-esverdeada, com correspondente protuberância (urédio) na pagina inferior da folha. Os urédio são predominantes na face abaxial da folha, mas podem esporadicamente aparecer na face superior da folha, (Almeida et al., 2005).

Provoca uma ferrugem pulverulenta de coloração marrom nas folhas de soja e outras leguminosas.
Progressivamente, a protuberância adquire coloração castanho-clara a castanho-escura, abre-se em um minúsculo poro, expelindo daí os uredosporos. Os uredosporos formados no inteiror das urédias, inicialmente de coloração hialina (cristalina), mais tarde tornam-se bege, são expelidos e acumulam-se ao redor dos poros ou são carregados pelo vento. O número de urédias (ou pústulas), por lesão, pode variar de uma a seis. À medida que prossegue a esporulação, o tecido da folha ao redor das primeiras urédias adquire coloração castanho-clara (lesão do tipo TAN) a castanho-avermelhada (lesão do tipo RB), formando as lesões que são facilmente visíveis em ambas as faces da folha, (Yorinore et al., 2003)

São reconhecidos dois tipos de sintomas da ferrugem: tipo Tan e RB, que se caracterizam por lesões com grande produção de esporos no primeiro, onde as pústulas são amareladas, ocorrendo em material suscetível, e, no segundo, as lesões apresentam-se com ausência ou pequena produção de urediniósporos de coloração marrom-avermelhada, delimitada pelas nervuras, ocorrendo em materiais resistentes (Almeida et al., 2005).


As estruturas de frutificação do fungo são mais visíveis, pois, os uredosporos se acumulam sobre as urédias.

As folhas infectadas amarelam, secam e caem prematuramente, causando abortamento de flores e vagens e deficiência na granação. Quanto mais cedo ocorre a desfolha, menor será o tamanho dos grãos e maior a perda do rendimento e da qualidade (Almeida et al., 2005).

ETIOLOGIA

Dois tipos de esporos são conhecidos em P. pachyrhizi: uredósporos e teliósporos. Os urediniósporos (15-24 μm x 18-34μm) são os mais comuns e se constituem na fase epidêmica da doença. São ovóides a elípticos, largos, com paredes com 1,0 μm de espessura, densamente equinulados e variando de incolor a castanho-amarelo pálidos (Fig.1F).

A urédia (Fig. 1D) é hipófila, subepidérmica, é densa, espalhada e recobre quase que completamente a superfície foliar. Possui coloração avermelhada e as lesões apresentam de 0-4 mm de diâmetro. As paráfises são numerosas, algumas vezes curvadas, hialinas a sub-hialinas, e possuem de 25-45 µm de comprimento e 8-13 µm de largura. O perídio é angular, a parede é fina e possue 10-15x8-12 µm de dimensões. Os poros germinativos são distribuídos nos urediniósporos, possuem parede fina e suas dimensões são de 20-28x18-22 µm (Fig. 1G).

Segundo Mordue, 1988 os teliósporos são sésseis a germinação ocorre externamente são unicelulares e encontram-se unidos ou aderidos lateralmente. O télio forma placas ou crostas com mais de uma camada de esporos, suas paredes são pigmentadas com coloração marrom avermelhado e possuem no máximo um poro germinativo em cada célula do teliósporo. Não é conhecida a fase de pícnia e écio.

Os urédios são predominantes na face inferior, mas podem, esporadicamente, aparecer na face superior das folhas. Progressivamente, os urédios, adquirem cor castanho-clara a castanho-escuro, abrem - se em um minúsculo poro, expelindo os urediniósporos (Fig. 1E). Os urediniósporos, possuem inicialmente de coloração hialina (cristalina) (Fig. 1F), tornam-se bege (Fig. 1H) e acumulam-se ao redor dos poros ou são carregados pelo vento. À medida que prossegue a esporulação, o tecido da folha ao redor dos primeiros urédios, adquire coloração castanho-clara à castanho-avermelhada, formando as lesões que são facilmente visíveis em ambas às faces da folha (Fig. 1 ABC) (Almeida et al., 2005).

Os esporos germinados formam um tubo germinativo e em sua extremidade forma-se o apressório estrutura de fixação do fungo na planta (Fig. 1H).


Figura 1. Ferrugem-asiática (Phakopsora pachyrhizi) incidentes em folhas de soja (Glycine max). A. sintoma na face adaxial., B. sintoma na face abaxial., C. detalhe das pústulas na face abaxial., D.E. corte transversal do mesófilo foliar, D. visualização da urédia (barr = μm)., E. visualização de duas urédias contendo urediniósporos (barr = μm). F. urediniósporo ovóide a elíptico (barr = μm), G. poro germinativo do urediniósporo (seta) (barr = μm)., H. urediniósporo germinado contendo tubo germinativo e apressório (barr = µm).


EPIDEMIOLOGIA


Na interação planta-patógeno, a maioria dos eventos que levam ao estabelecimento de relações parasíticas ou à resistência do hospedeiro, ocorre em nível celular, tanto do lado do patógeno como da planta hospedeira, (Zambenedetti, 2007).


Os urediniósporos são transmitidos através do vento, e a função do estágio telial é somente sobrevivência, não sendo observado até o momento a produção de basidiósporos (Anahosur & Waller, 1990).


Foi observado que a penetração da P. pachyrhizi, ocorre diretamente através da cutícula com formação de apressórios preferencialmente nas junções das células da epiderme. Alguns estudos mostram que ao contrario da maioria dos agentes etiológicos de ferrugem, a P. pachyrhizi apresenta penetração direta sobre a cutícula com formação de apressórios, (Zambenedetti, 2007).


Segundo Anahosur & Waller (1990) os urediniósporos germinam nas temperaturas entre 10-28oC, a temperatura ótima é 20ºC e 10-18 horas são necessário para a infecção máxima. Zambenedetti (2007), diz que a penetração ocorre após seis horas e uma vez dentro da célula da epiderme o tubo de penetração expande para formar a vesícula epidermal e logo depois a hifa de penetração que atravessa a célula da epiderme emerge no espaço intercelular no mesófilo.


Segundo Souza et al.(2006), a condição básica requerida para a formação de teliósporos são temperaturas médias diurnas acima de 20°C, com mínima diária de 16°C. O maior número de soros teliais foi verificado em plantas expostas a maiores flutuações de temperatura.


O conhecimento das condições necessárias para a formação de teliósporos permite a identificação correta das espécies de ferrugens e também especular sobre a forma de sobrevivência do fungo entre as estações de cultivo, (Souza et al.,2006)


A formação uredinial e a esporulação ocorrem por um período de nove dias e quatro semanas após a infecção. A urédia em variedades resistentes forma–se tarde e torna senescente cedo. A doença tem mais importancia em áreas úmidas. A reação varietal entre variedades de soja é apreciada para identificação de cultivares resistentes, algumas cultivares resistentes tem sido obtidas por indução da mutação (Anahosur & Waller, 1990). De uma infecção inicial, estima-se que uma primeira geração de pústulas pode manter a esporulação por até 15 semanas, mesmo sob condições de baixa umidade, (Alves et al., 2007)


Foi observado por Zambenedetti (2007), que plantas cultivadas em vasos e em casa de vegetação, a maturação dos soros urediniais e o conseqüente início da produção de urediniósporos ocorrem entre o sexto e o décimo segundo dia após a inoculação.


Em plantas com clareamento, segundo Zambenedetti (2007), não foi verificada diferença em relação à formação do tubo germinativo, entretanto, houve diferenças entre as cultivares na porcentagem de germinação, na formação de apressórios e, conseqüentemente, na penetração.


O molhamento foliar seja por orvalho ou chuva, favorece a doença, sendo chuva a mais importante condição para níveis finais de epidemias (Tschanz, 1982).
Sendo um patógeno biotrófico, P. pachyrhizi multiplica-se e sobrevive em tecidos vivos. A soja tigüera e os hospedeiros alternativos contribuem para a sobrevivência do fungo. Tem se relatado entre os principais hospedeiros as espécies Phaseolus vulgaris, Desmodium sp., Crotalaria spp., Neonotonia wightii, entre outras. O cultivo de soja na entressafra e estas hospedeiras podem funcionar como “ponte verde” para o fungo se estabelecer mais cedo nas lavouras, (Furlan, 2011).


Foi observado também, que a soja tigüera, feijão comum, labe-labe e mucuna preta apresentaram estruturas fúngicas (uredosporos), em duas condições, a 25⁰C e umidade relativa de 93% e no laboratório a mais ou menos a 22⁰C, demonstrando terem potencial para hospedar o P. pachyrhizi. O feijão de porco, crotalária, feijão miúdo e ervilha foram considerados plantas suscetíveis, porém, estas espécies demonstraram serem mais exigentes para a esporulação do fungo nas condições acima. (Souza, 2011).

CONTROLE


A decisão sobre o momento correto de aplicação deve ser feita com base no monitoramento da cultura levando em consideração os efeitos causados pelo patógeno e sua interação com a planta antes chegue a nível de danos.


Controles alternativos como o biológico, físico e natural são pouco estudados e necessita de mais pesquisas relacionadas ao controle da doença.


Na ausência de cultivares resistentes, medidas de manejo como a utilização de cultivares de ciclo precoce e semeaduras no início da época recomendada, monitoramento constante da lavoura associado ao controle químico com fungicidas têm sido recomendadas para diminuir os danos que essa doença pode causar. A aplicação do fungicida deve ser feita após os sintomas iniciais da doença na lavoura ou na região ou preventivamente (Zambolim, 2006).


Existe atualmente 76 produtos químicos registrados no Ministério da Agricultura para o controle da ferrugem-asiática, sendo eles: Adante WG (ciproconazol (triazol)+tiametoxam (neonicotinóide)); Alterne EC tebuconazol (triazol); Alto 100 ciproconazol (triazol); Aproach Prima ciproconazol (triazol)+Picoxistrobina (estrobilurina); Array 200EC tebuconazol (triazol); Artea ciproconazol (triazol)+propiconazol (triazol); Atento fluquinconazol (triazol); Band flutriafol (triazol); Battle carbendazim (benzimidazol)+flutriafol (triazol); Biver epoxiconazol (triazol); Brio epoxiconazol (triazol)+cresoxim-metílico (estrobilurina); Buran flutriafol (triazol); Burgon ciproconazol (triazol)+propiconazol (triazol); Caramba 90 metconazol (triazol); Celeiro flutriafol (triazol)+tiofanato-metílico (benzimidazol; Constant tebuconazol (triazol); Decisor flutriafol (triazol); Domark 100 EC tetraconazol (triazol); Elite tebuconazol (triazol); Emerald tetraconazol (triazol); Emerald 230 ME tetraconazol (triazol); Eminent 125 EW tetraconazol (triazol); Envoy epoxiconazol (triazol)+piraclostrobina (estrobilurina); Fagot ciproconazol (triazol)+trifloxistrobina (estrobilurina); Flutriafol Sinon flutriafol (triazol); Folicur 200 EC tebuconazol (triazol); FOX Protioconazol (Triazolinthione)+ trifloxistrobina (estrobilurina); Guapo epoxiconazol (triazol)+cresoxim-metílico (estrobilurina); Icarus 250 EC tebuconazol (triazol); Impact Duo flutriafol (triazol)+tiofanato-metílico (benzimidazol; Impact 125 SC flutriafol (triazol); Juno propiconazol (triazol); Juwel epoxiconazol (triazol)+cresoxim-metílico (estrobilurina); Keep 125 SC epoxiconazol (triazol); Konazol 200 EC tebuconazol (triazol); Nativo tebuconazol (triazol)+trifloxistrobina (estrobilurina); Opera epoxiconazol (triazol)+piraclostrobina (estrobilurina); Oranis Picoxistrobina (estrobilurina); Orius 250 EC tebuconazol (triazol); Palisade fluquinconazol (triazol); Potenzor flutriafol (triazol); Priori azoxistrobina (estrobilurina); Priori Xtra azoxistrobina (estrobilurina)+ciproconazol (triazol); Proline Protioconazol (Triazolinthione); Rival 200 EC tebuconazol (triazol); Riza 200 EC tebuconazol (triazol) ; Rubigan 120 EC fenarimol (pirimidinil carbinol); Rubric epoxiconazol (triazol); Score difenoconazol (triazol); Simboll 125 SC flutriafol (triazol); Skip 125 SC flutriafol (triazol); Solist 430 SC tebuconazol (triazol); Soprano 125 SC epoxiconazol (triazol); Sphere Max ciproconazol (triazol)+trifloxistrobina (estrobilurina); Stratego 250 EC propiconazol (triazol)+trifloxistrobina (estrobilurina); Systemic tebuconazol (triazol); Systhane EC miclobutanil (triazol); Tasker flutriafol (triazol); Tatico flutriafol (triazol); Tebuco Nortox tebuconazol (triazol); Tebuconazole Nortox tebuconazol (triazol); Tebuconazole Nortox 200 EC tebuconazol (triazol); Tebuhelm tebuconazol (triazol); Tebuzol 200 EC tebuconazol (triazol); Tornado flutriafol (triazol); Triade tebuconazol (triazol); Virtue SC epoxiconazol (triazol); Warrior SC epoxiconazol (triazol); Zoom SC flutriafol (triazol) (Agrofit, 2010).

O atraso na aplicação após constatados os sintomas iniciais, pode acarretar em redução de produtividade, caso as condições climáticas favoreçam o progresso da doença. O número e a necessidade de re-aplicações vão ser determinados pelo estádio em que for identificada a doença na lavoura e pelo período residual dos produtos (Zambolim, 2006).
Como controle cultural a rotação de culturas tem tido ótimos resultados, tratando-se de espécies não hospedeira do P. pachyrhizi.


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