quarta-feira, 27 de abril de 2011

Melhoramento Genético de Eucalipto

Nathalia Munique de Faria Melo

1. Introdução

Eucalipto é a designação vulgar das várias espécies vegetais do género Eucalyptus, ainda que o nome se aplique a outros géneros de mirtáceas, nomeadamente dos gêneros Corymbia e Angophora. São, em termos gerais, árvores e, em alguns raros casos, arbustos, nativas da Oceania, onde constituem, de longe o género dominante da flora. O género inclui mais de 700 espécies, quase todas originárias da Austrália, existindo apenas um pequeno número de espécies próprias dos territórios vizinhos da Nova Guiné e Indonésia, e mais uma espécie (a mais setentrional) no sul das Filipinas. Adaptados a praticamente a todas as condições climáticas, os eucaliptos caracterizam a paisagem da Oceania de uma forma que não é comparável a qualquer outra espécie, noutro continente (Wikipedia, 2011).

O Setor Florestal Brasileiro conta com, aproximadamente, 530 milhões de hectares de Florestas Nativas, 43,5 milhões de hectares em Unidades de Conservação Federal e 4,8 milhões de hectares de Florestas Plantadas com pinus, eucalipto e acácia-negra. As Florestas Plantadas, estão distribuidas estrategicamente, em sua maioria, nos estados do Paraná, Rio Grande do Sul, Santa Catarina, São Paulo, Minas Gerais e Espírito Santo (Embrapa, 2011).

Essas florestas plantadas visam a garantia do suprimento de matéria-prima para as indústrias de papel e celulose, siderurgia a carvão vegetal, lenha, serrados, compensados e lâminas e, painéis reconstituídos (aglomerados, chapas de fibras e MDF). Com base nesses dados observa-se a importância do eucalipto por ser uma espécie de uso múltiplo com possibilidade de atender a todos os segmentos acima descritos, principalmente para papel e celulose e energia onde historicamente deu contribuição especial (Embrapa, 2011).

Foi implantado no Brasil em 1909 pelo engenheiro agronômo Edmundo Navarro de Andrade, então funcionário da Cia. Paulista. No Brasil existem extensas áreas plantadas, sobretudo, no Estado de Minas Gerais, que possui cerca de 2% do seu território ocupados com Eucaliptos. Um dos grandes municípios produtores do país, que há mais de trinta anos desenvolve a silvicultura, é o município mineiro de Itamarandiba. Atualmente esta cidade é um dentre os diversos pólos da produção de mudas clonais de Minas Gerais e do Brasil (Wikipedia, 2011).

O eucalipto é a árvore mais plantada no mundo com mais de 17,8 milhões de hectares, sendo o Brasil o segundo maior em área plantada, com mais de quatro milhões de hectares, ultrapassado apenas pela Índia, cujos plantios totalizam oito milhões de hectares, aproximadamente. Enquanto na Índia o plantio é extensivo e de baixa produtividae no Brasil a eucaliptocultura é intensiva e baseada principalmente em florestas clonais formadas com materias-elite e de elevada produtividade média chegando a atingir valores da ordem de 45-60 m3/ha/ano, dependendo da região, do material genético e dos tratos culturais. A expansão dos plantios nos últimos anos tem suprido a crescente demanda de matéria-pima para a produção de celulose e papel, carvão vegetal, óleos essenciais, madeira sólida para serraria, postes de eletricidade, mourões de cerca e para a constução civil, entre outras. Mais recentemente, o setor privado demonstrou interesse pelo uso das florestas de eucalipto para fixação de carbono, visando diminuir a concentração do dióxido de carbono (CO2) na atmosfer. Os investimentos dos setores públicos e principalmente privado no país vêm contribuindo significamente para o desenvolvimento dos programas de melhoramento genético e da clonagem em escala comercial. Esta garante a obtenção de ganhos genéticos mediante a pronta multiplicação de matrizes superiores em cada geração de cruzamento (Alfenas, A.C. et al, 2009).

As primeiras iniciativas de clonagem do eucalipto datam de meados do século passado, quando pesquisadores australianos, de Camberra, e franceses no Marrocos e no norte da África multiplicaram várias espécies de Eucalyptus por enraizamento de estacas obtidas de mudas seminais. Em 1950, Bouvier, engenheiro florestal francês, descobriu, casualmente, a possibilidade de propagação de materiais juvenis de eucalipto por estaquia. No norte da África era comum, naquela época, podar as mudas e E. Camaldulensis para mantê-las por mais tempo uniformes e mais resistentes para plantio no campo. Bouvier notou que os restos de poda, contendo alguns pares de folhas que caíam no chão entre as mudas, sob alta umidade enraizavam após alguns dias.

É possivel que, sem o desenvolvimento da técnica de clonagem, a eucaliptocultura nacional lograsse êxito em regiões mais quentes e úmidas favoráveis a incidência de doenças. Nos anos 80, possibilitou um grande impulso do setor florestal no país, permitindo formar plantios homogêneos. Acredita-se que os ganhos em incrementos volumétrico e produção de celulose por hectare dos plantios clonais no Brazil sejam da ordem de 100% em relação aos realizados com sementes (Alfenas, A.C. et al, 2009).

Desde sua introdução no Brasil, a propagação clonal de Eucalyptus teve grandes avanços, especialmente quanto ao método de produção e colheita de brotos para estaquia, tipo de substrato, recipiente e modelos de casa de enraizamento e de aclimação. Inicialmente, as mudas clonais eram produzidas por enraizamento de estacas, atualmente denominadas macroestacas, obtidas a partir de brotrações colhidas em áreas de campo (bancos clonais, plantios comerciais ou jardins clonais).

Embora possa ser considerada uma das maiores descobertas da eucaliptocultura brasileira, a estaquia tradicional (macroestaquia) apresenta inúmeros obstáculos, como o baixo percentual de enraizamento de alguns clones recalcitrantes à rizogênese, a ocorrência de grandes variações na capacidade de enraizamento entre espécies de Eucalyptus e materiais híbridos e a perda gradual do potencial de enraizamento com o envelhecimento ontogenético das matrizes. Na década de 1990, com o advento das técnicas de ministaquia e microestaquia, a maioria desses problemas foi amenizada ou totalmente sanada, o que tornou possível a multiplicação comercial de clones de difícil enraizamento. Ainda que miniestacas sejam mais sensíveis a agentes bióticos ou abióticos adversos, a miniestaquia apresenta as seguintes vantagens, em comparação com a macroestaquia:

a) menores custos relacionados com a implantação e manutenção do minijardim, em relação ao jardim clonal de campo.
b) maior facilidade de colheita e menores custos com transporte e processamento de brotações.
c) uso de minijardim clonal em canteiros suspensos sob cobertura fixa ou retrátil, onde as brotações ficam livres de respingos de gotas de água de chuva ou irrigação contendo partículas de solo contaminados com inóculo de fitopatógenos.
d) maior controle da irrigação e nutrição das minicepas, de modo a obter miniestacas com maior predisposição à rizogênese, especialmente quando se cultivam as minicepas em tanques com inudação temporária (ou subirrigação) ou em leitos de areia com fertirrigação por gostejamento.
e) o alto grau de juvenilidade das miniestacas, em geral, dispensa o tratamento com AIB (ácido indolbutírico) e resulta em maior índice de enraizamento e na obtenção de mudas com um sistema radicular mais bem formadoque o de macroestacas, similar a mudas seminais.
f) menores variações sazonais nos índices de enraizamento.
g) maior velocidade de enraizamento, o que otimiza as estruturas do viveiro e diminui o tempo de esposição das miniestacas a condições favoráveis à incidência de fungos apodrecedores.

A multiplicação clonal permite a manutenção plena das caracteristicas da planta-mãe, de modo a obter talhões uniformes, de rápido crescimento, e matéria-prima homogênia. Sua aplicação em larga escala permitiu o desenvolvimento de conceito para uso industrial. Do ponto de vista do melhoramento genético, a clonagem permite ainda explorar e a realização de testes mais confiáveis, uma vez que é possível obter várias cópias idênticas geneticamente de um mesmo indivíduo.

O processo de clonagem envolve as fases de seleção, resgate e ampliação do material genético, testes clonais, plantio-piloto e miltiplicação comercial de matrizes superiores, seja por estaquia convencional (macroestaquia), seja por miniestaquia ou microestaquia.

2. Localização do Viveiro

O estabelecimento de um sistema eficiente de clonagem inicia-se com a seleção do local adequado para instalação do viveiro e das estruturas físicas de propagação. Além da correta localização e do posicionamento em relação à orientação solar das casas de enraizamento e do minijardim clonal, para se obter maior produtividade, a escolha de um local apropriado ou, quando possível, a sua adequação aos critérios técnicos pertinentes são fundamentais para facilitar o manejo de doenças em viveiros floretais. Assim, devem-se evitar fundos de vales e baixadas sujeitas a alagamento, que são propícios à formaçaão de geadas e predominância de temperaturas baixas, bem como proximidades de estradas não pavimentadas, pois a poeira depositada sobre o teto das casa de enraizamento e do minijardim clonal interferem na intensidade e qualidade de luz. O comprimento de onda e a intensidade de luz são fundamentais para a fotossíntese, responsável pela síntese de carboidratos e reguladores de crescimento, requeridos na formação de brotos vigorosos e com maior capacidade rizogênica.

A centralização do viveiro em relação à área de plantio, quando próxima de mão de obra, pode contribuir para redução do custo de produção de mudas, em virtude da minimização dos gastos com transporte de mudas para o campo e mão de obra para o viveiro.

3. Seleção e Resgate de Matrizes no Campo

A primeira etapa da produção de mudas clonais envolve a seleção da matriz à idade de corte, que pode ser feita tanto em plantios seminais heterogêneos quanto em testes de procedência ou de progênies. Entretanto, sabe-se que as melhores fontes de indivíduos para clonagem são obtidas a partir de plantios de origem híbridas, selecionados em parcelas experimentais ou talhões comerciais. A seleção da matriz é baseada em características fenotípicas de interesse para o aumento da produtividade florestal e a melhoria da qualidade da madeira como matéria-prima fabril. De modo geral, no processo de seleção de matrizes consideram-se características como resistência a enfermidades, forma retilínea e ausência de outras anormalidades no fuste , capacidade de desrama natural, densidade básica da madeira, teor de lignina e de extrativos, teor de pentosanas, comportamento durante o desobro (tendência a não rachar, não empenar etc.) e produtividade (rendimento em celulose, carvão etc.). Obviamente, os critérios de seleção variam de acordo com o uso da madeira, ou seja, se para celulose, carvão vegetal, serraria, postes, mourões de cerca e outros. A seleção correta da matriz é essencial para obtenção de plantios clonais resistentes a doenças e de alta produtividade.

As matrizes selecionadas e multiplicadas assexuadamente passam a constituir os clones. Esse processo é também conhecido como resgate do material superior. Para tanto, o primeiro passo após a seleção da matriz à idade de corte, aproximadamente sete anos para celulose e carvão e 12 anos para serraria, é a promoção de seu rejuvenescimento para se obterem brotos fisiologicamente aptos ao enraizamento (juvenis). A forma mais simples de reversão à juvenilidade em árvores adultas de eucalipto é a indução de brotos basais. O processo normalmente empregado para estimular a emissão de brotos juvenis envolve o abate das árvores. O corte é feito com motosserra, devendo se tomar o cuidado para evitar danos à casca da cepa remanescente, o que pode afetar a emissão de brotações. As brotações emitidas na cepa possuem características morfológicas e fisiológicas de plantas juvenis, o que é fundamental para a reuperação da competência ao enraizamento e para assegurar a manifestação de todo o potencial genético da árvore selecionada.

Após 50-60 dias do corte, as brotações são coletadas, acondicionadas em baldes ou caixas com água e, dependendo da distância de transporte e das condições ambientais, pulverizadas, periodicamente, com água para evitar perda de turgescência. Em seguida, as brotações são levadas ao galpão do viveiro para o preparo de estacas, de aproximadamente 8-12 cm de comprimento, contendo um par de folhas seccionadas transversalmente ao meio, com os objetivos de reudiz a área de transpiração e evitar o efeito “guarda-chuva”. Ao contrário do que ocorre com várias espécies de plantas frutíferas, estacas de eucalipto sem folhas dificilmente enraízam. A auxina produzida nas folhas e gemas apicais é necessária ao enraizamento, e os carboidratos resultantes da atividade fotossintética contribuem para a rizogênese. Após o preparo, as estacas são tratadas com AIB a 6-8 mg.L-1, preferencialmente na formulação líquida, em solução de KOH1M, ou viculado em talco comercial, para indução do enraizamento adventício. Depois do estaqueamento em substrato próprio, as estacas permanecem em casa de enraizamento, dotada de um sistema de irrigação intermitente. A água é nebulizada mediante o uso de bicos do tipo “fogger” (nevoeiro) ou, ainda, de sistemas de nebulização do tipo “misting”, a fim de manter a superfície foliar úmida, mas sem acúmulo excessivo de água nas folhas e no substrato.

Após 25-30 dias, as mudas são transferidas para áreas de aclimatação à sombra, dotadas de sombrite 50%, onde permanecem por cerca de 5-10 dias, e, a seguir, são mantidas em canteiros a céu aberto, para crescimento e rustificação, por mais 40-50 dias. Decorrido esse período, efetuam-se a seleção e o toalete das mudas, tornando-as prontas para o plantio e para o teste clonal.

4. Técnicas Especiais para o Resgate de Matrizes

O resgate de matrizes obrigatoriamente requer a obtenção de material juvenil com capacidade de enraizar. Em escala operacional, o rejuvenescimento, ou a reversão à juvenilidade, de matrizes adultas é normalmente conseguido a partir de brotações epicórmicas oriundas do toco, após o corte raso da árvore superior selecionada. No entanto, em muitos casos, alguns indivíduos não brotam e, dependendo de seu valor genético ou histórico, faz-se necessário empregar métodos especiais de resgate sem o abate da matriz.
Ressalta-se que a enxertia, a micropropagação e a estaquia de brotações epicórmicas obtidas de galhos de árvores adultas devem ser utilizadas com certa reserva no resgate de matrizes, com vistas ao estabelecimento de florestas clonais.


5. Resgate pelo anelamento do caule

Esta técnica é de facil execução e, na maioria dos casos, surte bons resultados. Em plantas no campo, faz-se uma incisão de cerca de 1-2 cm de espessura em torno da circunferência do caule, na base da árvore, a cerca de 10-15 cm de altura do solo. Para essa operação, pode-se usar um facão devidamente afiado e, com o auxilio de um martelo, faz-se cuidadosamente o anelamento em uma profundidade suficiente par romper a casca, sem contudo, danificar o lenho. Após aproximadamente 20 dias, é possível observar brotações emitidas abaixo da incisão e, aos 45-50 dias, estas podem ser colhidas para produção de estacas para enraizamento. Cuidados especiais devem ser tomados para o combate a formigas, pois brotações sao altamente atrativas para o seu ataque.

6. Resgate pelo uso do fogo

Ao contrário do anelamento e diante dos riscos de incêndio na floresta, o uso do fogo requer maiores cuidados e tempo em sua execução, mas também oferece bons resultados. O desenvolvimento desse método baseou-se em observações de campo, onde é comum o laçamento de brotações epicórnicas ao longo do caule de plantas de eucalipto, nos plantios em que houve incêndio. Tal método é baseado no princípio de degradação de auxinas endógenas pelo calor, de modo a desequilibrar a relação auxina/citocinas, o que promove a emissão de brotações epicórmicas na região do coleto. Essa característica foi desenvolvida durante a própria evolução do gênero Eucaplyptus, que anualmente é submetido a incêndios em sua área de ocorrência natural, tendo desenvolvido a capacidade de responder prontamente à ação do fogo, emitindo brotações. Após 20 dias, brotações epicórmicas começam a surgir na base da árvore nas proximidades do coleto e, aos 45-50 dias, são colhidas para enraizamento.

7. Resgate a partir de galhos podados

Outro método tecnicamente viável para resgatar árvores selecionadas é a partir de brotações epicórmica induzidas em galhos retirados da copa da planta matriz. Galhos de aproximadamente 1m de comprimento, coletados da planta matriz a ser resgatada, são colocados sobre areia lavada ou diretamente sobre uma tela e permanecem em casa de enraizamento sob nebulização intermitente de água. Alternativamente, as extremidades dos galhos podem ser seladas com parafina e colocadas em ambiente úmido, com elevada incidência de luz. Após cerca de 45-60 dias, as brotações epicórmicas formadas nos galhos são empregadas também na produção de estacas para enraizamento. O princípio fisiológico do método também é baseado na alteração do equilíbrio entre os reguladores de crescimento (auxina/citocinina) em favorecimento da emissão de brotações epicórmicas. É importante ressaltar que galhos colhidos das porções mais baixas da planta tendem a originar brotações mais juvenis, com maior capacidade rizogênica em virtude do maior grau de juvenilidade. Além disso, por esse método, não ocorre o rejuvenescimento pleno do material propagativo, sendo necessário efetuar a multiplicação seriada a partir das mudas obtidas.

8. Resgate por enxertia

Quanto mais aparentadas forem o enxerto (epibioto) e o porta-enxerto (hipobioto), maior é a chance de sucesso. Desse modo, o ideal é fazer o enxerto sobre a própria matriz a ser clonada, sobre sua progênie, sobre plantas da mesma espécie, e assim por diante. Na falta do material ideal, pode-se até enxertar em espécies diferentes. Todavia, a enxertia de demas ou ramos colhidos da planta matriz em sua própria progênie ou em mudas clonadas da própria matriz têm sido amplamente utilizada nos programas de melhoramento genético do eucalipto. Diferentemente das outras técnicas de resgate, a enxertia, a menos que seriada, não induz o rejuvenescimento e, portanto, é extremamente útil para a formação de pomares de sementes, pois as mudas produzidas têm a mesma idade fisiológicas da planta-mãe e, por conseguinte, como estão aptas à reprodução sexuada, apresentam florescimento precoce. Além disso, as plantas enxertadas são de porte menor, o que facilita a polinização controlada e a colheita de sementes, sem a necessidade de andaimes e equipamentos de elevação. Assim, o uso da enxertia para resgate de matrizes deve sempre ser feito de forma seriada, para aumentar o potencial rizogênico das estacas e evitar perdas de crescimento motivadas pelo rejuvenescimento incompleto.

9. Resgate por micropropagação

A micropropagação é outra técnica que pode ser utilizada tanto no resgate quanto no rejuvenescimento de árvores adultas. Para rejuvenescer tecidos adultos é necessário realizar propagação seriada por meio de subcultivos sucessivos. De modo geral, o rejuvenescimento ou, pelo menos, o restabelecimento da competência ao enraizamentoé obtido após 10-12 subcultivos. A introdução das culturas in vitro é sempre uma etapa complexa na micropropagação de árvores no campo, em razão dos altos níveis de contaminação dos tecidos, inclusive contaminação por bactérias e leveduras endógenas, dificeis de serem eliminadas. Por isso a utilização associada com a enxertia é sempre uma boa opção. Nesse caso, os enxertos podem ser matidos em ambientes protegidos, a fim de garantir a obtenção de propágulos livres de contaminação e otimizar os pré-tratamentos (desinfestação), visando melhorar as condições de assepsia dos ramos fornecedores de explantes. Tanto bactericidas quanto fungicidas podem ser utilizados na preparação dos ramos para sua introdução no laboratório. Estando os ramos com o balanço nutricional adequado e aparentemente sadios, procede-se ao seu estabelecimento in vitro, fase denominada isolamento.

Para o isolamento, brotações novas e vigorosas são coletadas e acondicionadas em sacos plásticos, utilizando-se tesoura ou podão esterelizados com álcool etílico 70%. Posteriormente, os ramos são lavados com água corrente, por cerca de 30 minutos, para lixiviação de substâncias fenólicas e redução de contaminantes superficiais. Após essa limpeza inicial, os ramos são submersos em detergente neutro (1mL/L), por 12 min, e, a seguir, exaguados várias vezes. Após essa etapa, os segmentos nodais (explantes), com 0,5-1,0 cm de comprimentos e contendo pelo menos um par de gemas axilares, são cortados e cuidadosamente lavados e desinfestado. Logo após, esses segmentos são separados de acordo com seu estado de lignificação. Normalmente, a separação em dois grups (lignificados e tenros) é suficiente para realizar os tratamentos desinfestantes de forma diferenciada, de acordo com o grau de maturação dos explantes, para sua introdução in vitro.

A desinfestação é feita assepticamente em capela de fluxo laminar. Aos explantes mais lignificados pode-se aplicar a seguinte sequência de tratamentos: álcool etílico 70% (1min); captan a 1,2g i.a./L (5 min) e cloro ativo 0,5% + uma gota de Tween 20 ou detergente neutro (10 min). Para ramos mais tenros, utilizar álcool etílico 70% (30 s), captan a 1,2 g i.a./ L (2 min) e cloro ativo 0,3%, com adição de uma gota de Tween 20 ou detergente neutro (2 min). Em ambas as situações, enxaguar no mínimo três vezes em água destilada e cortar as partes oxidadas dos explantes antes de sua introdução no meio de isolamento.

Após o desenvolvimentos das gemas, o que demanda de 15-20 dias, estas são transferidas para o meio de multiplicação. Esse meio poe ter diferentes combinações de reguladores de crescimento (auxina/citocinina). Quando se deseja uma taxa de multiplicação elevada, utilizam-se maiores concentrações de citocinina (BAP). Nesse caso, é necessário alongar as brotações ates de submetê-las ao enraizamento. Ao contrário, meios de cultura com menores concentrações de citocinina não propiciam taxas elevadas de multiplicação, podendo o alongamento ocorrer durante essa fase. Além disso, doses elevadas de BAP podem propiciar o acúmulo deses regulador de crescimento nos tecidos e prejudicar o posterior enraizamento das brotações. Como meio de multiplicação para obter ao mesmo tempo, culturas alongadas , tem sido utilizado o meio MS62 (Murashige e Skoog, 1962), suplementado com BAP (0,08 mg/L) e ANA (0,1 mg/L). As repicagens sucessivas para novos meios de multiplicação devem ser feitas a cada 3-4 semanas.

Assim que for cumprido o período necessário ao rejuvenescimento, as brotações podem ser enraizadas para a obtenção das plantas micropropagadas. O enraizamento pode ser realizado in vitro ou ex vitro. No primeiro caso, realiza-se a repicagem dos ápices alongados em meio de enraizamento. Obtêm-se bons resultados em meio contendo macronutrientes do meio knop, micronutrientes e FeEDTA do MS62, suplementado com AIB (1,0 mg/L). A permanência no meio de cultura é de 7-15 dias. Após esse período, as brotações são transplantadas para tubetes em estufa climatizadas. No enraizamento ex vitro, realiza-se a transferência dos ápices alongados diretamente do meio de multiplicação para tubetes contendo substrato apropriado em estufas climatizada.

10. Testes Clonais

Antes do plantio em escala comercial, os clonos devem ser submetidos a testes clonais, o que consiste basicamente em plantá-los em diferentes condições edafoclimáticas, visando confirmar a superioridade do material genético originalmente selecionado. O ideal é executar os testes clonais de modo a submeter os clones a uma ampla diversidade de situações de ambiente possíveis de ocorrer na prática, que também possibilite a avaliação da resistência ao cancro (Chrysoporthe cubensis = Cryphonectria cubenis), à doença rosada ou rubelose (Erythricium salmonicolor = Corticium salmonicolor), à ferrugem (Puccinia psidii), à murcha de Ceratocystis (Ceratocystis fimbriata) e a manchas foliares e desfolhas, causadas principalmente por espécies de Cylindrocladium, Rhizoctonia, Teratosphaeria (= Mycosphaerella) e fitobactérias (Xanthomonas axonopodis e Pseudomonas cichorii, entre outras). Como resultado da clonagem, obtém-se plantio homogêneo com características genotípicas idênticas ao da matriz selecionada.

Para o teste clonal é fundamental fazer uma avaliação prévia da qualidade de mudas, pois, muitas vezes, o clone não expressa o seu potencial genético pleno em consequência do emprego de mudas com sistema radicular malformado ou estocadas por muito tempo no viveiro, antes de seu plantio no campo.

Os desenhos experimentais na realização de testes clonais de eucalipto variam amplamente de acordo com a empresa, o número de clones a serem testados e as condições ambientais das áreas de plantio comercial. Normalmente, quando o número de clones é elevado, uma seleção inicial é necessário e, nesse caso, parcelas de planta única são empregadas para reduzir o tamanho dos ensaios e servir de base para a implantação de testes mais amplos, estabelecidos após a identificação dos clones de maior potencial. Asssim, a seleção é feita entre 2-3 anos de idade, quando a qualidade da madeira normalmente não é incluída nos critérios de seleção. Após essa etapa, ensaios são estabelecidos abrangendo diferentes unidades de manejo, em que se utilizam parcelas maiores. É nessa fase que se avalia a estabilidade dos clones nos estudos de interação genótipo x ambiente. Nessa etapa, podem-se adotar parcelas lineares de seis plantas ou parcelas retangulares, com pelo menos três linhas de cinco plantas, ou, ainda parcelas quadradas de 16 ou 25 plantas, de modo a reduzir a interferência entre clones vizinhos. O número de repetições pode variar de 4-10, de acordo com o tamanho da parcela (parcelas menores possibilitam maior número de repetições). A seleção é realizada à idade de rotação, quando se avaliam também as caracteristicas tecnológicas da madeira.

Essa avaliação, entretanto, ainda não é definitiva, uma vez que uma avaliação mais ampla do comportamento em monocultivo dos clones é sempre necessária. Essa avaliação normalmente ocorre com um número menor de clones previamente selecionados quanto ao seu potencial de crescimento e qualidade da madeira. Parcelas maiores, de 100 plantas ou até de um ou mais hectares, são estabelecidas em todos os ambientes identificados como capazes de promover diferenças no comportamento da floresta, principalmente nos clones menores estáveis, identificados nos testes anteriores, também chamados de testes clonais ampliados (TCA) ou plantios-piloto. Quando os testes clonais envolvem grande número de clones, a identificação de cada material genético pode ser feita pelo sistema de código de barras. A cada seis meses é recomendável avaliar a incidência de doenças, pois algumas delas, principalmente as de folhas, manifestam-se apenas na fase juvenil e, outras, durante todo o ciclo da cultura. Por essa razão, as avaliações semestrais devem se estender até a idade de corte. Além disso, a inoculação artificial dos principais patógenos do eucalipto é fundamental para a seleção de material genético resitente, sem o risco de escape. É importante salientar que os testes clonais devem receber os mesmos tratamentos silviculturais dispensados aos plantios comerciais. Tal procedimento visa minimizar as diferenças entre os resultados experimentais e operacionais.

11. Estaquia Tradicional ou Macroestaquia

Após o teste clonal, clones superiores eleitos podem ser estabelecidos em áreas de multiplicação clonal com espaçamento reduzido, denominadas jardim clonal. O jardim clonal por ocupar uma área relativamente pequena em relação aos plantios convencionais (bancos clonais e plantios comerciais), permite a realização eficiente de tratos culturais fertirrigação por gotejamento, controle de doenças e pragas e uso de cobertura morta, visando à obtenção de brotos para a produção de estacas com maior potencial de enraizamento. Em alguns casos tem sido efetuado a produção de brotos para estaquia em jardins clonais ou bancos clonais em campo.

O jardim clonal é formado a partir do corte raso das plantas com 2-4 meses de idade, e, após o surgimento das brotações, estas são podadas, deixando-se um ou mais ramos alimentadores (“pulmões”) por cepa. Quando a decapitação ou poda é feita em plantas mais velhas, que já sofreram desrama natural, é necessário fazer o rebaixamento do toco, pois brotações mais próximas da base apresentam maior juvenilidade e tendem a enraizar melhor. Em geral, o corte é feito a cerca de 20-30 cm do solo, e , aos 10-20 dias após, efetua-se a eliminação dos “pulmões” das cepas brotadas. Nessa idade, as novas brotações atingem 10-20 cm de comprimento, e suas folhas passam da tonalidade arroxeada para verde-arroxeada a verde. Nesse ponto, os “pulmões”(fonte) tornam-se “ladrões” (drenos), porque passam a imobilizar nutrientes das novas brotações epicórmicas.

Decorridos 30-40 dias após a remoção dos drenos, as novas brotações podem ser colhidas para estaquia. A partir de então, efetua-se a coleta seletiva e contínua de brotações a cada 7-15 dias, tempo esse que depende do clone, dos tratos culturais e da época do ano, em razão da temperatura, da intensidade luminosa e do fotoperíodo. Esse procedimento consite em coletar apenas brotações no ponto adequado de colheita, impondo menos estresse às cepas, que se tornam mais duráveis e produzem brotações fisiologicamente mais aptas a enraizar. Assim, semelhantemente ao que é feito para o resgate da matriz, estacas (macroestacas de 8-12 cm de comprimento) contendo duas folhas oriundas de brotações colhidas no jardim clonal são tratadas com AIB (6-8 mg L-1) e estaqueadas. Cerca de 90 dias após o estaqueamento, as mudas clonais estão prontas para o plantio comercial.

12. Miniestaquia e Microestaquia

Um dos obstáculos à otimização da estaquia tradicional (macroetaquia) é o baixo índice de enraizamento e, ou, a baixa qualidade dos sistema radicular de alguns clones, além das dificuldades inerentes à uniformização de tratos culturais, irrigação, fertilização e controle de doenças, mormente em períodos chuvosos. Assim, com o advento das técnicas de microestaquia e miniestaquia tem sido possível clonar comercialmente genótipos de dificil enraizamento. Dependendo do clone, os ganhos em enraizamento de miniestacas podem chegar até 40%, em comparação com macroestacas. Estima-se que o ganho médio seja, contudo, de aproximadamente 20%. Além dos incrementos em enraizamento, em geral miniestacas ou microestacas desenvolvem um sistema radicular de melhor estrutura, o que pode refletir positivamente na sobrevivência, no arranque inicial e no desempenho do clone no campo. Além do eucalipto, essa nova técnica pode ser potencialmente empregada para outras espécies lenhosas de interesse florestal ou agronômico, como acácia, cafeeiro, pinus, cacaueiro, goiabeira, jambeiro, pitangueira e jabuticabeira, entre outras.

Na microestaquia, os progágulos vegetativos, denominados microestacas, são obtidos mediante o rejuvenescimento a partir de micropropagação in vitro, enquanto na miniestaquia estes são coletados dos ápices caulinares da própria estaca enraizada pelo método convencional de estaquia ou do estoque de mudas previamente enraizadas.

Em geral, as técnicas de miniestaquia e microestaquia dispensam o uso de reguladores de crescimento ou estes são usados em baixas concentrações. Em ambos os casos (microestaquia e miniestaquia), o estoque de mudas enraizadas constitui fonte de propágulos (brotos) para o enraizamento. Tais plantas são denominadas minicepas ou minitouças, e seu conjunto denomina-se minijardim clonal, apesar de outras denominações menos apropriadas, como jardim miniclonal ou jardim microclonal, às vezes, serem empregadas em menor escala. Em se tratando de minijardins estabelecidos em sistemas hidropônicos, os termos hidrojardim clonal ou simplesmente hidrojardim também têm sido usados em alguns viveiros. Após o estaqueament, as miniestacas são mantidas em casas de enraizamento por cerca de 20-30 dias, quando são aclimada à sombra por aproximadamente 5-10 dias e, a seguir, transferidas para área de crescimento e rustificação a céu aberto.

A principal limitação da microestaquia é a necessidade de um laboratório de cultura de tecidos para rejuvenescimento do material in vitro, nem sempre existente na maioria dos empresas florestais. Assim, a alternativa de rejuvenescimento de clones tem sido possível mediante coletas seriadas ou sucessivas de brotos apicais, a partir de estacas enraizadas pela estaquia convencional. Dadas as vantagens de operação e menor custos, a miniestaquia tem sido adotada por todas as empresas eucaliptocultoras brasileiras. Em contraste, a microestaquia tende a ser usada apenas para a eliminação de patógenos (ex.: Ralstonia solanacearum) dos propágulos vegetativos e o rejuvenescimento de clones recalcitrantes ao enraizamento pelas técnicas de estaquia tradicional e miniestaquia. O adevento e o apropriamento constante dessas técnicas costituem os maiores avanços da silvicultura clonal brasileira dos últimos tempos, graças à habilidade, persistência e competência dos técnicos envolvidos.

Na miniestaquia, em geral usam-se propágulos vegetativos com cerca de 4-8 cm de comprimento, contendo um par (miniestacas de base) ou dois pares (miniestacas de ponta ou do ápice caulinar) de folhas por minestaca, dependendo da posição de coleta. Via de regra, miniestacas apicais contendo dois pares de folhas tendem a enraizar melhor, ainda que sejam mais sensíveis a quaisquer estresses bióticos e abióticos. Miniestacas de base, contendo apenas duas folhas, são também usadas embora a emissão de raízes seja mais tardia. Por se tratar de folhas juvenis, com atividade estomática relativamente baixa, recomenda-se cortar apenas cerca de um terço da lâmina foliar, para evitar apenas o efeito guarda-chuva, o qual impede o molhamento do substrato. Especialmente nas estações do ano com dias curtos e menos ensolarados têm-se empregado miniestacas com folhas inteiras, o que reduz a mão de obra para o preparo das estacas e aumenta a capacidade de enraizamento.

Para fins práticos de manejo, a miniestaquia pode ser dividida em cinco fases: produção de brotos (tratos culturais na minicepa: irrigação , fertilização, toalete, ponto de coleta, controle de doenças e pragas, controle de irradiação luminosa e temperatura), enraizamento, aclimatização à sombra, crescimento e rustificação a céu aberto ou sob cobertura retrátil. O sucesso da produção de mudas por estaquia depende da otimização concatenada de todas as fases, desde o estabelecimento do minijardim, condução e toalete da minicepa, seleção e coleta das brotações até a expedição das mudas para plantio no campo. Todavia, as fases de produção de brotos e enraizamento são as mais críticas, onde potencialmente se obtêm os maiores ganhos em produtividade através de sua otimização. No entanto, as demais fases são também importantes e não podem ser negligenciadas. No crescimento e na rustificação, devem-se manter as mudas bem espaçadas (baixo número de plantas/m2), a fim de propiciar maior arejamento entre elas, facilitar a entrada de luz e diminuir, ao máximo, o contato de copas das plantas, de modo a reduzir a formação de microambiente favoravel à infecção fitopatógenos, mormente Cylindrocladium spp., Rhizoctonia spp., Botrytis cinerea, Quambalaria eucalypti e fitobactérias (Xanthomonas axonopodis e Pseudomonas cichorii, entre outras). Em todas as fases, é fundamental manter o viveiro em condições adequadas de higiene e restringir o trânsito livre de pessoas para evitar a disseminação de inóculo de fitopatógenos. O viveiro deve ser comparado a um berçário ou a uma Unidade de Tratamento Intensito (UTI) e constitui o cartão de visita da empresa.

A padronização da qualidade de miniestacas, a intensidade ideal de coleta e a qualificação da mão de obra são fundamentais para o sucesso da clonagem. Como regra, podem-se adotar como padrão de qualidade miniestacas apicais com 2-3 pares de folhas (dependendo da espécie), comprimento de 4-8 cm e haste flexível, ou seja, depois de flexionada, a miniestaca retorna à sua posição original. Esta última caractéristica é de difícil avaliação e varia de clone para clone, portanto é um critério que depende da experiência do viveirista. Além disso, a coleta de brotações deve ser seletiva e contínua. Para garantir esses cuidados, é fundamental a qualificação da mão de obra, por meio de cursos específicos e de reciclagens periódicas.

13. Temperatura

Embora não haja estudos detalhados sobre a influencia da temperatura no enraizamento de estacas e miniestacas de eucalipto, acredita-se que o ótimo gire em torno de 25-30 0C, na zona de emissão de raízes, e de 20-25 0C nas folhas, para a maioria das espécies de eucalipto e seus híbridos. Amplas oscilações térmicas são altamente deletérias ao enraizamento. Em estufas climatizadas, obtêm-se melhores condições para a planta, principalmente em épocas frias, quando há amplas oscilações térmicas no ambiente externo. Temperaturas mais elevadas no substrato em relação à temperatura do ar favorece a atividade rizogênica na base da estaca e reduz, simultaneamente, a transpiração e a perda de água pela parte aérea.

O controle da temperatura tem sido realizado por meio de sistemas automatizados de climatização, uso de pé-direito com altura adequada das casas de enraizamento, irrigação e, ou, por abertura e fechamento de janelas laterais e zenitais. Em regiões mais frias, temperaturas excessivamente baixas são evitadas com a implantação de sistemas de aquecimento. Em regiões quentes, a utilização de estufas climatizadas com sistemas de resfriamento “pan fan”deve ser considerada criteriosamente, visto que a ventilação forçada pode reduzir a umidade relativa do ar, o que requer irrigações mais frequentes.

14. Luminosidade

Assim como no caso de temperatura, não há estudos para otimização do fotoperíodo e da intesidade e qualidade da luz para o enraizamento adventício de estacas e miniestacas de eucalipto. Entrento, acredita-se que a luz influencie indiretamente o enraizamento, pois os produtos da fotossíntese, particularmente carboidratos e reguladores de crescimento, são fundamentais para a iniciação e o desenvolvimento radicular. Desse modo, deve-se fornecer luminosidade satisfatória, de modo a obter níveis adequados de fotossíntese e, consequentemente, acúmulo de reservas e substâncias indutoras do enraizamento.

O posicionamento das casas de enraizamento é primordial para o melhor aproveitamento da energia solar e para reduzir o sombreamento interno gerado pela sua própria estrutura, devendo-se optar, quando possível, pelo sentido norte-sul. Isso porque, durante o dia, toda a extensão da estrutura receberá a mesma quantidade de luz, ao passo que, no sentido leste-oeste, uma das extremidades receberá mais luz durante as primeira horas do dia em detrimento do lado oposto da casa de enraizamento.

O aproveitamento da luz solar varia também com o ângulo do teto das casas de enraizamento. Quanto mais frontal ao sol, maior o aproveitamento da luz, uma vez que é menor a reflexão dos raios solares. Luminosidade relativamente baixa e luz difusa, assim como os estresses causados por temperaturas subótimas, favorecem a incidência de doenças.

15. Expedição

A partir de 70-80 dias, as mudas estão aptas para expedição e plantio. Para o transporte, as mudas devem ser adequadamente acondicionadas em bandeja, de modo a minimizar os danos mecânicos ou injúrias que podem constituir portas de entrada para fitopatógenos oportunistas. Dependendo da distância entre o viveiro e o local de plantio, deve-se evitar a disposição horizontal das mudas em caixas. O transporte deve ser realizado em veículos totalemente fechado ou coberto com lona na parte frontal e sombrite nas laterais, contendo suporte para badejas. As mudas devem receber irrigações frequentes, durante o transporte, para garantir a sua turgescência e ser plantadas o mais rápido possível. Todavia, quando isso não for possível, dependendo do intervalo de tempo até o plantio, devem-se manter as mudas no campo, preferencialmente em estaleiros apropriados ou em viveiros de espera, de modo a conservar a sua qualidade.

16. Padronização da Nomenclatura e Identificação de Germoplasmas Clonais

Com o desenvolvimento dos programas de melhoramento genético, a rotatividade de clones-elite aumentou significamente, sobretuto a partir da última década. Assim, para algumas empresas se tornou rotina operacional a multiplicação de grande número de clones, além daqueles que normalmente estão em ampliação. Como fator complicador, nos ultimos anos ocorreu incremento no intecâmbio de materiais genéticos entre empresas florestais, o que, somando-se ao primeiro fator, tem dificultado o controle de doenças por meio da resistência genética. Isso porque, quando o direito de multiplicação de determinado material genético é concedido a outra empresa, o código normalmente é trocado e, assim, clones sabidamente suscetíveis são utilizados involuntariamente, em virtude da perda da informação a respeito da resistência, previamente determinada por inoculação artificial ou a partir de observações de infecção natural. Além disso, como às vezes não há um cadastro simples e organizado da coleção de clones acessível a qualquer usuário, tem sido comum a aquisição de materiais genéticos já existentes na própria empresa, obviamente com denominações distintas. Todavia, graças aos avanços das técnicas de análise de DNA tem sido possível, atualmente, dirimir dúvidas sobre as técnicas de RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA) e preferencialmente de microssatélites.

Diante desses aspectos, a padronização da nomenclatura de germoplasmas clonais de eucalipto tornou-se extremamente necessária, visando reduzir ou, até mesmo, sanar os problemas advindos do intercâmbio de matérial genético. Assim, como regra prática, recomenda-se que a nomenclatura seja do tipo alfanumérica, em que as duas ou três primeiras letras sejam referidas ao nome da empresa, onde se desenvolveu o clone, seguido do número de identificação do clone na empresa, com quatro caracteres no máximo. Para que esse tipo de padronização seja eficiente, é necessária sua adoção por todas as empresas e que não seja permitida a troca do código após a compra do direito de multiplicação do clone por outra empresa.

17. Conclusão

Este trabalho teve como objetivo mostrar os processos de melhoramento genético da cultura do eucalipto, desde o plantio de mudas ao transporte. O principal meio de melhoramento genético da cultura foi a inovação da clonagem, que pode tornar a cultura mais resistente ao clima de cada região do Brasil.

18. Literatura Citada

WIKIPÉDIA The Free Encyclopedia disponível em < http://pt.wikipedia.org/wiki/Eucalipto > acessado em 28 de março de 2011.

ALFENAS A.C.; ZAUZA E. A. V.; MAFIA R. F., ASSIS T. F., Clonagem e Doenças do Eucalipto. 2a edição. Editora UFV. Viçosa, MG, 2009.

EMBRAPA – Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – disponível em < http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Eucalipto/CultivodoEucalipto/index.htm > acessado em 27 de abril de 2011.

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