PODRIDÃO-DE-ESCLERÓCIODE DA SOJA:

 A podridão-de-escleróciode, causada pelo fungo Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, representa uma doença de solo de importância econômica significativa em Glycine max (L.) Merrill (soja), espécie leguminosa de relevância alimentar global e de importância estratégica na agricultura brasileira, particularmente em regiões tropicais e subtropicais onde ocorrem condições edafoclimáticas favoráveis ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). Este patógeno habitante do solo, que afeta a porção basal de plantas através da colonização de coleto, caules e raízes, resulta em perdas significativas de produtividade através da morte de plantas em estádios iniciais de desenvolvimento e tombamento de plântulas em condições de alta umidade edáfica (PUNJA, 1985). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de soja. Este artigo apresenta a identidade validada de Agroathelia rolfsii conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos comerciais.

O nome científico válido atual do agente causal é Agroathelia rolfsii (Sacc.) Singer, com basiônimo Sclerotium rolfsii Sacc. (1883) que permanece frequentemente citado em literatura antiga de fitopatologia, confirmado em múltiplas bases internacionais de dados taxonômicos (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno pertence à família Athelieaceae, ordem Agaricales, classe Agaricomycetes e filo Basidiomycota, apresentando características de fungo basidiomiceto que produz estruturas de resistência bem definidas (ERIKSSON et al., 2006). A transferência taxonômica de Sclerotium rolfsii para o gênero Agroathelia reflete a reclassificação moderna baseada em análises filogenéticas e características ultraestruturais do patógeno, resultando na nomenclatura atualmente aceita (PUNJA, 1985). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 17 de fevereiro de 2020. A hospedeira principal é Glycine max, leguminosa de importância global para alimentação humana e animal, suscetível a infecção por Agroathelia rolfsii desde estádios iniciais de desenvolvimento quando condições edafoclimáticas são favoráveis.

Agroathelia rolfsii é um fungo polifago de ampla distribuição geográfica, capaz de infectar mais de 500 espécies vegetais pertencentes a diferentes famílias botânicas, representando um dos patógenos de solo mais destrutivos em regiões tropicais e subtropicais (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992). Na soja especificamente, o patógeno está presente em todas as regiões produtoras brasileiras, apresentando variabilidade genética e agressividade que variam conforme condições de solo, temperatura, umidade e práticas de cultivo adotadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A severidade da doença em soja está associada a fatores edafoclimáticos críticos incluindo temperaturas do solo entre 25°C e 35°C, alta umidade edáfica mantida por chuva ou irrigação excessiva, solos com elevado conteúdo de matéria orgânica que favorece desenvolvimento do patógeno, cultivos contínuos de hospedeiros suscetíveis sem rotação adequada, e práticas de adensamento que reduzem ventilação natural entre plantas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989; PUNJA; RAHE, 1992). O patógeno sobrevive no solo como escleródios por períodos prolongados, estruturas de resistência que podem permanecer viáveis por vários anos mesmo em ausência de hospedeiro suscetível.

Agroathelia rolfsii apresenta sintomatologia característica que permite sua identificação visual em campo, embora confirmação laboratorial seja sempre recomendada. As plantas infectadas inicialmente apresentam murcha localizada, amarelecimento progressivo de folhas iniciando do ápice, e redução do vigor geral da planta afetada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Na porção basal das plantas, observa-se desenvolvimento de micélio branco algodonozo de aspecto característico sobre o coleto, raízes e caules próximos ao nível do solo, estrutura que é praticamente patognomônica para identificação de Agroathelia rolfsii em campo (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio branco desenvolve-se rapidamente sob condições de alta umidade, formando rede densa que envolve tecidos da planta e frequentemente atravessando o coleto em padrão circunferencial (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Em infecções severas, o apodrecimento total da porção basal da planta e do sistema radicular ocorre, levando à morte rápida da planta e tombamento de plântulas em viveiros ou plantios em estádios iniciais (PUNJA; RAHE, 1992).

Os sinais microscópicos e macroscópicos diagnósticos de Agroathelia rolfsii incluem estruturas características que são essenciais para identificação laboratorial precisa. Os escleródios são estruturas de resistência esféricas a ligeiramente achatadas, apresentando coloração branca a marrom-escura variável conforme estádio de maturidade, com diâmetro variando entre 0,5 a 2,0 mm, estruturas que frequentemente cobrem o micélio das plantas infectadas (PUNJA, 1985). Os escleródios formam-se diretamente sobre o micélio das plantas hospedeiras em contato com solo ou tecido vegetal infectado, conferindo aspecto de pequenas esferas brancas a marrons que cobrem a planta infectada (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). Sob microscopia, os escleródios apresentam parede externa melanizada de coloração marrom-escura que contrasta com o interior hialino, estrutura que serve como proteção contra dessecação e fatores ambientais desfavoráveis (PUNJA; RAHE, 1992). O micélio é hialino, septado, apresentando características ultraestruturais de basidiomiceto, estrutura que diferencia este patógeno de outros fungos de solo como Rhizoctonia solani (ERIKSSON et al., 2006).

Agroathelia rolfsii completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos de solo. O patógeno sobrevive principalmente como escleródios no solo, estruturas de resistência que germinam quando estimuladas por proximidade de raízes de hospedeiros suscetíveis ou por aumento de umidade e temperatura edáfica (PUNJA, 1985). A infecção inicia-se através da germinação de escleródios próximos a raízes ou coleto de plantas, onde o micélio em desenvolvimento penetra diretamente nos tecidos vegetais através de degradação enzimática da parede celular (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O micélio coloniza progressivamente o tecido vascular e parenquimático, levando à morte de células hospedeiras e bloqueio de transporte de água e nutrientes, resultando em murcha e morte da planta afetada (PUNJA; RAHE, 1992). A produção de escleródios ocorre abundantemente sobre tecidos infectados quando condições de umidade e temperatura são apropriadas, garantindo sobrevivência do patógeno no solo após morte da planta hospedeira (PUNJA, 1985).

O manejo integrado da podridão-de-escleróciode em soja requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de rotação de culturas, preparação do solo, seleção de sementes e quando necessário controle químico ou biológico complementar. A rotação de culturas com diversificação de espécies é a medida preventiva mais importante, pois Agroathelia rolfsii é patógeno polífago que requer presença contínua de hospedeiros suscetíveis para desenvolvimento elevado no solo, podendo ser reduzido através de períodos de pousio ou cultivo de espécies resistentes (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). O uso de sementes sadias de qualidade certificada garante que inoculação não seja introduzida através de material de propagação contaminado, reduzindo significativamente a infecção inicial em novos cultivos (PUNJA; RAHE, 1992). A boa drenagem e preparo adequado do solo reduzem o excesso de umidade que favorece desenvolvimento do patógeno, sendo recomendado evitar compactação de solo e criar condições que permitam drenagem adequada de água após chuvas ou irrigação (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A eliminação de restos culturais e plantas infectadas após colheita reduz a população de escleródios presentes no solo, diminuindo significativamente a pressão de inóculo disponível para infectar cultivos subsequentes (PUNJA, 1985). O controle biológico através de microrganismos antagônicos como Trichoderma spp. oferece potencial para redução de escleródios quando inoculantes são introduzidos adequadamente no solo (PUNJA; RAHE, 1992). Quando necessário, aplicação de fungicidas registrados para controle de Agroathelia rolfsii em soja oferece proteção adicional, particularmente em áreas com histórico severo da doença, devendo seguir recomendações técnicas de órgãos de extensão agrícola (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação de crescimento micelial característico branco-algodonozo, produção de escleródios de coloração e tamanho diagnóstico, e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Agroathelia rolfsii (PUNJA, 1985; PUNJA; RAHE, 1992).

Agroathelia rolfsii representa um desafio fitossanitário significativo em soja, com impacto direto na viabilidade de plantios comerciais, particularmente em regiões com clima quente e úmido favorável ao patógeno (SINCLAIR; BACKMAN, 1989). A adoção integrada de medidas — incluindo rotação de culturas com diversificação de espécies, uso de sementes certificadas sadias, boa drenagem e preparo adequado de solo, eliminação de restos culturais e plantas infectadas, controle biológico quando viável, e aplicações de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno polífago que compromete a viabilidade de plantas em estádios críticos de desenvolvimento (PUNJA; RAHE, 1992). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao cultivo de soja nas diferentes regiões de produção brasileiras, particularmente em áreas com histórico conhecido da doença.

REFERÊNCIAS

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

PUNJA, Z. K. The biology, ecology and control of Sclerotium rolfsii. Annual Review of Phytopathology, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 97-127, 1985.

PUNJA, Z. K.; RAHE, J. E. Sclerotium (Athelia) rolfsii: biology and pathology. Advances in Plant Pathology, [S.l.], v. 8, n. 1, p. 109-151, 1992.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.

MANCHA-DE-PHYLLACHORA DA GRAMA-BATATAIS

 A mancha-de-Phyllachora da grama-batatais, causada pelo fungo Phyllachora paspalicola P. Henn., representa uma doença foliar de importância significativa em Paspalum notatum Flüggé (grama-batatais), espécie graminea perene amplamente utilizada em pastagens de clima tropical e subtropical, gramados ornamentais e sistemas de recuperação de áreas degradadas no Brasil (MINTER; SAMUELS, 1981; BARBOSA, 2006). Este patógeno biotrófico obrigatório, que afeta a qualidade estética das folhas através da produção de estruturas características em forma de mancha negra elevada e compromete a fotossíntese através de necrose foliar localizada, resulta em redução significativa do vigor e qualidade visual de pastagens e gramados em regiões de clima tropical úmido (ERIKSSON et al., 2006). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de forragem e manutenção de áreas gramadas. Este artigo apresenta a identidade validada de Phyllachora paspalicola conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em pastagens e gramados.

O nome científico válido do agente causal é Phyllachora paspalicola P. Henn., fungo ascomiceto pertencente à família Phyllachoraceae, ordem Capnodiales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno específico de gramíneas do gênero Paspalum (MINTER; SAMUELS, 1981; ERIKSSON et al., 2006). A autoridade taxonômica é Hennings (P. Henn.) que descreveu o patógeno em trabalhos originais do final do século XIX, refletindo o histórico nomenclatural desta doença em literatura botânica europeia (MINTER; SAMUELS, 1981). Phyllachora paspalicola é um fungo biotrófico obrigatório que forma estruturas reprodutivas características chamadas pseudotécios ou peritécios imersas em tecido foliar infectado, estruturas que contêm ascos cilíndricos a clavados capazes de produzir 4 a 8 ascósporos por asco (ERIKSSON et al., 2006). A hospedeira principal e praticamente única é Paspalum notatum, gramínea perene originária da América do Sul, amplamente utilizada em pastagens extensivas e intensivas de regiões tropicais brasileiras (BARBOSA, 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, indicando presença bem estabelecida do patógeno em regiões de Cerrado brasileiro (MINTER; SAMUELS, 1981).

Phyllachora paspalicola é um fungo específico de hospedeiro, infectando praticamente exclusivamente Paspalum notatum, apresentando padrão de especificidade elevada que facilita sua identificação e distinção de outras doenças de gramados e pastagens (ERIKSSON et al., 2006). A severidade da doença em pastagens de grama-batatais está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar superior a 90%, temperaturas moderadas entre 18°C e 28°C, períodos prolongados de molhamento foliar por chuva ou orvalho, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e drenagem inadequada do solo que mantém ambiente microambiente permanentemente úmido (MINTER; SAMUELS, 1981). A distribuição geográfica do patógeno é cosmopolita em regiões tropicais e subtropicais, com registros bem documentados em pastagens e gramados de diferentes países das Américas (ERIKSSON et al., 2006).

As folhas infectadas por Phyllachora paspalicola apresentam sintomatologia característica que é relativamente fácil de diagnosticar em campo devido ao aspecto visual distintivo das estruturas do patógeno. As manchas foliares inicialmente apresentam formato circular a elíptico, tamanho pequeno, coloração castanho-escura a negra, distribuindo-se ao longo da lâmina foliar sobre as nervuras principais onde a infecção progride preferentemente (MINTER; SAMUELS, 1981). O centro das lesões desenvolve estruturas negras, rugosas e levemente elevadas que correspondem aos pseudotécios imersamente dispostos na epiderme e tecido subepidérmico, conferindo aspecto característico em forma de "mancha negra" que dá nome comum à doença (ERIKSSON et al., 2006). A coloração das lesões varia conforme estádio de desenvolvimento, apresentando inicialmente aspecto mais claro que escurece progressivamente conforme o pseudotécio amadurece e libera ascósporos (MINTER; SAMUELS, 1981). Em infecções severas, múltiplas lesões distribuem-se abundantemente sobre a superfície foliar levando à coalescência, necrose progressiva de tecido foliar, amarelecimento e desfolha precoce, reduzindo drasticamente a qualidade estética de gramados e a capacidade fotossintética de pastagens (ERIKSSON et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Phyllachora paspalicola incluem estruturas reprodutivas características do ascomiceto que são definitivas para identificação laboratorial. O patógeno produz pseudotécios ou estruturas negras imersas na epiderme foliar, envolvidas por setae hialinas que irradiam ao redor, conferindo aspecto característico em preparações microscópicas (MINTER; SAMUELS, 1981). Internamente, os pseudotécios contêm ascos cilíndricos a clavados, com paredes espessas, organizados em arranjo específico do gênero Phyllachora, cada asco capaz de conter 4 a 8 ascósporos dependendo da maturidade (ERIKSSON et al., 2006). Os ascósporos são elipsoides, hialinos a levemente pigmentados, apresentando geralmente 1 a 3 septos transversais que dividem o conteúdo em compartimentos celulares, estrutura diagnóstica importante para confirmação de identidade do patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). Setae hialinas cilíndricas de paredes espessas estão associadas aos pseudotécios, e frequentemente setae hialinas menores são observadas em lâminas microscópicas, estruturas que aumentam a certeza diagnóstica (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos biotrófico obrigatório. O fungo sobrevive primariamente em folhas infectadas e restos vegetais presentes no solo e sobre plantas hospedeiras vivas de grama-batatais, onde as estruturas reprodutivas dos ascósporos permanecem dormentes durante períodos desfavoráveis (MINTER; SAMUELS, 1981). A liberação dos ascósporos ocorre predominantemente durante períodos de alta umidade relativa do ar e precipitação pluvial, quando a chuva estimula a liberação de esporos através dos óstios dos pseudotécios, estruturas que funcionam como poros de saída especializados (ERIKSSON et al., 2006). A disseminação dos ascósporos ocorre principalmente pelo vento que carrega essas estruturas leves através da vegetação, enquanto disseminação em curta distância ocorre através de respingos de água durante eventos de chuva que dispersam ascósporos entre folhas adjacentes e plantas vizinhas (MINTER; SAMUELS, 1981). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por ambientes úmidos onde há molhamento foliar frequente e prolongado, redução da ventilação natural entre plantas de grama-batatais, temperaturas moderadas típicas de regiões tropicais, e sombreamento excessivo que reduz a secagem rápida de folhas após períodos de chuva ou irrigação (ERIKSSON et al., 2006).

O manejo integrado da mancha-de-Phyllachora em pastagens e gramados de grama-batatais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene cultural, ambientais e quando necessário químicas complementares. O uso de mudas sadias provenientes de viveiros com procedência certificada é a medida preventiva mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (MINTER; SAMUELS, 1981). A manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitando o excesso de umidade que favorece o patógeno, reduz significativamente a severidade da doença através da manutenção de plantas vigorosas com capacidade defensiva aumentada (ERIKSSON et al., 2006). O evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração do solo através de adequada drenagem reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes, criando ambiente menos favorável ao patógeno biotrófico obrigatório (MINTER; SAMUELS, 1981). A remoção e descarte de restos de folhas e material infectado reduz significativamente a população de pseudotécios presentes no ambiente, diminuindo a pressão de inoculação primária para novo crescimento foliar (ERIKSSON et al., 2006). O monitoramento regular de pastagens e gramados para detecção precoce de focos de doença permite intervenção rápida antes que perdas significativas de qualidade ocorram (MINTER; SAMUELS, 1981). Quando necessário, realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para uso em gramados oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença em regiões onde a umidade relativa permanentemente elevada favorece infecções contínuas (ERIKSSON et al., 2006).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (pseudotécios negros elevados com setae hialinas irradiadas, ascos cilíndricos a clavados contendo 4 a 8 ascósporos elipsoides com 1 a 3 septos transversais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Phyllachora paspalicola (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora paspalicola representa um desafio fitossanitário significativo em pastagens de grama-batatais e gramados ornamentais em regiões de clima tropical úmido, com impacto direto no vigor, qualidade e valor ornamental de áreas gramadas afetadas (MINTER; SAMUELS, 1981). A adoção integrada de medidas — incluindo manutenção de boa adubação e irrigação equilibrada, evitar sombreamento excessivo e promover boa aeração, remoção de restos de material infectado, monitoramento regular da incidência de doença, e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno biotrófico que compromete a fotossíntese e qualidade estética de pastagens e gramados (ERIKSSON et al., 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao manejo de pastagens de grama-batatais nas diferentes regiões de produção brasileiras.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. E. Aspectos da sustentabilidade em florestas plantadas: o manejo integrado de pragas e doenças. Revista Científica Eletrônica de Engenharia Florestal, [S.l.], v. 4, n. 1, p. 1-15, 2006.

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

MINTER, D. W.; SAMUELS, G. J. Preliminary account of Phyllachora and related genera in tropical America. Mycotaxon, [S.l.], v. 13, n. 1, p. 325-355, 1981.

FERRUGEM DO GUACO: IDENTIFICAÇÃO de doença de planta medicinal

 A ferrugem do guaco, causada pelo fungo Puccinia mikaniae (Speg.) Arthur, representa uma doença foliar de importância significativa em Mikania glomerata Spreng. (guaco), espécie herbácea perene nativa do Brasil pertencente à família Asteraceae, amplamente utilizada em sistemas de fitofarmácia, medicina tradicional e cultivos medicinais comerciais (LORENZI; MATOS, 2002; RODRIGUES, 2006). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas através da produção de pústulas características e compromete a fotossíntese e a acumulação de princípios ativos medicinais, resulta em redução significativa da produtividade e valor comercial de plantas cultivadas para uso medicinal (SPEEGAZZINI, 1889; ARTHUR, 1934). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de cultivo medicinal. Este artigo apresenta a identidade validada de Puccinia mikaniae conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos de plantas medicinais.

O nome científico válido atual do agente causal é Puccinia mikaniae (Speg.) Arthur, basidiomiceto pertencente à ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, classe Pucciniomycetes e filo Basidiomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno de importância em Asteraceae (ARTHUR, 1934; CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A autoridade taxonômica é Arthur em 1934, com basiônimo Aecidium mikaniae Speg. descrito por Spegazzini em 1889, refletindo o histórico nomenclatural desta ferrugem em literatura botânica europeia (SPEEGAZZINI, 1889; ARTHUR, 1934). Puccinia mikaniae é um fungo microcíclico que produz principalmente urediniósporos como estruturas de reprodução assexuada, sendo estas as estruturas responsáveis pela disseminação rápida em cultivos medicinais durante a estação de crescimento (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A hospedeira principal é Mikania glomerata, planta herbácea perene originária de regiões tropicais e subtropicais da América do Sul, pertencente à família Asteraceae, espécie importante na fitofarmácia tradicional brasileira (LORENZI; MATOS, 2002).

A amostra de referência do patógeno foi coletada em Brasília, Distrito Federal, Brasil, em 27 de julho de 2019, indicando presença documentada do patógeno em regiões de clima tropical e subtropical do Brasil Central (RODRIGUES, 2006). Puccinia mikaniae é um fungo obrigatoriamente parasita de Mikania glomerata, apresentando especificidade de hospedeiro que facilita sua identificação e distinção de outras ferrugens de plantas medicinais (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A severidade da doença em cultivos de guaco está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e cultivos adensados que favorecem condições microambientais úmidas (LORENZI; MATOS, 2002).

As folhas infectadas por Puccinia mikaniae apresentam sintomatologia característica que facilita sua diagnose em campo. As pústulas inicialmente apresentam formato circular a ligeiramente irregular, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa, com coloração alaranjada a marrom clara no estádio inicial (SPEEGAZZINI, 1889). O centro das pústulas apresenta coloração marrom escura bem definida, conferindo aspecto característico quando observadas a lente de aumento ou microscopicamente, facilitando sua distinção de outras doenças foliares (ARTHUR, 1934). Com o tempo, as pústulas rompem a epiderme foliar e liberam urediniósporos, estruturas de cor alaranjada que conferem à pústula aspecto poudré ou pulverulento típico de ferrugens (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Em infecções severas, múltiplas pústulas coalescem resultando em necrose de grandes áreas foliares, levando ao amarelecimento, seca e queda prematura de folhas, reduzindo drasticamente a capacidade fotossintética e a qualidade da matéria medicinal (LORENZI; MATOS, 2002).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Puccinia mikaniae incluem estruturas reprodutivas características que são definitivas para identificação laboratorial. Os urediniósporos, estruturas assexuadas de disseminação, apresentam formato globoso a elipsoide, com tamanho variável entre 20 a 35 μm de diâmetro, superfície ornamentada com estrutura equinulada que confere aspecto espiculoso sob microscopia eletrônica (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Os basídios, estruturas reprodutivas sexuadas, apresentam formato clavado ou cilíndrico, com quatro esterígmata de onde se originam os basidiósporos, estruturas de reprodução sexuada que completam o ciclo vital do patógeno (ARTHUR, 1934). Quando observados sob microscopia eletrônica de varredura, os basídios tetrasporicos apresentam características estruturais distintas que permitem confirmação definitiva de identidade do patógeno no contexto da ordem Pucciniales (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

Puccinia mikaniae completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de ferrugens microcíclicas. A disseminação primária ocorre principalmente pelo vento que carrega urediniósporos leves e viáveis através de longas distâncias, facilitando introdução do patógeno em novos cultivos medicinais (SPEEGAZZINI, 1889). Os urediniósporos são produzidos em estruturas especializadas chamadas uredinias ou pústulas que emergem através da epiderme foliar das plantas infectadas, liberando abundância de esporos em condições de alta umidade (ARTHUR, 1934). O patógeno sobrevive em plantas hospedeiras vivas, em especial em Mikania glomerata cultivada continuamente para uso medicinal, e também em restos vegetais deixados no campo após colheita (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas moderadas de 15°C a 25°C, e redução de ventilação natural entre plantas cultivadas em sistemas de adensamento inadequado (LORENZI; MATOS, 2002).

O manejo integrado da ferrugem do guaco em cultivos medicinais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene, culturais e quando necessário químicas complementares. O uso de mudas sadias e livres de patógenos é a medida preventiva mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado proveniente de fornecedores de má qualidade fitossanitária (LORENZI; MATOS, 2002). A remoção e destruição sistemática de folhas infectadas reduz significativamente a população de urediniósporos presentes no cultivo medicinal, diminuindo a pressão de inoculação secundária entre plantas próximas (ARTHUR, 1934). A manutenção de bom espaçamento entre plantas cultivadas de guaco, conseguida através de desrama e poda adequada, promove ventilação natural que reduz a duração do molhamento foliar após períodos de chuva ou irrigação (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O evitar excesso de umidade e molhamento foliar prolongado através de irrigação localizada ao nível do solo e redução de sombreamento quando climaticamente viável, reduz significativamente as condições ambientais favoráveis ao patógeno (LORENZI; MATOS, 2002). A realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para plantas medicinais, quando necessárias durante períodos de alta pressão de doença, oferece proteção adicional aos cultivos (RODRIGUES, 2006). O monitoramento regular de plantas em produção permite detecção precoce de focos de ferrugem, possibilitando isolamento imediato de plantas infectadas e redução de disseminação para indivíduos vizinhos (ARTHUR, 1934).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (pústulas alaranjadas com centro marrom escuro, urediniósporos globosos a elipsoides com superfície equinulada, basídios clavados tetrasporicos), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Puccinia mikaniae (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

Puccinia mikaniae representa um desafio fitossanitário significativo em cultivos medicinais de guaco, com impacto direto na qualidade e quantidade de matéria medicinal disponível para colheita e processamento (LORENZI; MATOS, 2002). A adoção integrada de medidas — incluindo uso de mudas certificadas sadias, remoção sistemática de material infectado, manutenção de bom espaçamento entre plantas, evitar molhamento foliar prolongado, aplicações preventivas de fungicidas quando necessário, e monitoramento regular da incidência de ferrugem — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno que compromete a fotossíntese e a acumulação de princípios ativos medicinais (RODRIGUES, 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural especializados em plantas medicinais para orientações específicas ao cultivo de guaco nas diferentes regiões de produção brasileiras.

REFERÊNCIAS

ARTHUR, J. C. Manual of the rusts in United States and Canada. Lafayette: Purdue Research Foundation, 1934.

CUMMINS, G. B.; HIRATSUKA, Y. Illustrated genera of rust fungi. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 2003.

LORENZI, H.; MATOS, F. J. A. Plantas medicinais no Brasil: nativas e exóticas. Nova Odessa: Instituto Plantarum, 2002.

RODRIGUES, V. E. G. Plantas medicinais brasileiras: estudo etnobotânico, fitoquímico e farmacológico. Lavras: Universidade Federal de Lavras, 2006.

SPEEGAZZINI, C. Fungi guaranitici: pugillo quintus. Anales de la Sociedad Científica Argentina, Buenos Aires, v. 28, n. 1, p. 183-193, 1889.

CAPIM-COLONIÃO (Megathyrsus maximus): IDENTIDADE BOTÂNICA, CLASSIFICAÇÃO TAXONÔMICA E RELEVÂNCIA AGRONÔMICA

 O capim-colonião, conhecido cientificamente como Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs, representa uma das gramíneas forrageiras tropicais mais importantes para sistemas de produção animal em regiões tropicais e subtropicais brasileiras, oferecendo elevado potencial produtivo de matéria seca e boa adaptação a condições edafoclimáticas variáveis (VICENTE-CHANDLER et al., 1974; JANK et al., 2014). Esta espécie perene, cespitosa, originária da África, apresenta ampla distribuição geográfica no Brasil onde é amplamente cultivada em pastagens de corte e pastejo, em sistemas de pecuária leiteira e de corte (JANK et al., 2014). A identificação precisa da espécie e compreensão de sua classificação taxonômica são fundamentais para o adequado manejo agrícola, seleção de cultivares melhoradas e implementação de estratégias de produção animal eficientes. Este artigo apresenta a identidade botânica validada de Megathyrsus maximus conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Plants of the World Online, World Flora Online, USDA) e literatura científica consolidada, além de informações sobre sua importância agronômica e manejo em sistemas de produção.

O nome científico aceito atualmente é Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs, com basiônimo Panicum maximum Jacq. (1789) que permanece amplamente utilizado na literatura agronômica e fitopatológica brasileira, conforme confirmado pelo Plants of the World Online (Kew Gardens) e World Flora Online (USDA, 2024). Durante décadas, a espécie foi taxonomicamente designada como Panicum maximum Jacq., nomenclatura que persiste em grande parte da literatura brasileira de agronomia, fitopatologia e manejo de plantas daninhas, refletindo a história nomenclatural complexa desta gramínea (JANK et al., 2014). Após revisões taxonômicas baseadas em análises filogenéticas e caracteres morfológicos, a espécie foi transferida para o gênero Megathyrsus pela primeira vez por Simon & Jacobs em 2006, resultando na denominação atualmente aceita Megathyrsus maximus (B.K.SIMON & S.W.L.JACOBS, 2006). A espécie pertence à família Poaceae, subfamília Panicoideae, tribo Panicaceae, representando uma das espécies mais importantes de forrageiras tropicais cultivadas (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

A classificação taxonômica completa de Megathyrsus maximus posiciona a espécie dentro da hierarquia botânica moderna como segue: Reino Plantae, Divisão Tracheophyta, Classe Liliopsida, Ordem Poales, Família Poaceae, Subfamília Panicoideae, Tribo Panicaceae, Gênero Megathyrsus, Espécie Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K.Simon & S.W.L.Jacobs (CLAYTON; RENVOIZE, 1986). O gênero Megathyrsus caracteriza-se por gramíneas com inflorescências paniculadas complexas, espiguetas bissexuadas, glumas desiguais, e florete fértil com textura coriácea, características que o diferenciam do gênero Panicum onde historicamente a espécie foi classificada (SIMON; JACOBS, 2006). O epíteto específico maximus refere-se ao grande porte da planta e ao tamanho elevado de suas estruturas reprodutivas, características que diferenciam Megathyrsus maximus de outras espécies do gênero com menor potencial produtivo (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

Megathyrsus maximus é uma gramínea tropical perene, cespitosa, originária do continente africano, apresentando características botânicas e morfológicas que a adaptam particularmente bem a condições tropicais e subtropicais de cultivo (JANK et al., 2014). A espécie apresenta sistema radicular profundo e desenvolvido, permitindo exploração eficiente de água e nutrientes em perfil de solo, conferindo boa tolerância a períodos de estiagem moderada quando comparada a outras forrageiras tropicais (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). As folhas são longas, lanceoladas, com lâmina foliar ampla e bainha bem desenvolvida, características que contribuem para elevada produção de matéria seca destinada à alimentação animal (JANK et al., 2014). A inflorescência é uma panícula composta, ampla, com muitas ramificações secundárias, conferindo aspecto de "vassoura" ou "penachão" quando em estádio de maturação reprodutiva, característica visual que facilita sua identificação em campo (CLAYTON; RENVOIZE, 1986).

A importância agronômica de Megathyrsus maximus em sistemas de produção animal tropical é reconhecida há décadas, com ampla documentação de seu comportamento produtivo, valor nutritivo e resposta ao manejo em diferentes regiões brasileiras (JANK et al., 2014). A espécie apresenta elevado potencial produtivo de matéria seca, podendo produzir entre 15 a 25 toneladas de matéria seca por hectare por ano dependendo de condições edafoclimáticas, manejo de defolhação e fertilização (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). A produção de forragem é particularmente elevada em regiões de clima tropical úmido onde a disponibilidade de água não é limitante, enquanto em regiões com estações secas pronunciadas a produção reduz significativamente durante períodos de deficiência hídrica (JANK et al., 2014). A capacidade de tolerância a solos de média a baixa fertilidade, embora inferior a outras forrageiras melhoradas, torna Megathyrsus maximus viável para cultivo em áreas com limitações edáficas moderadas (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

O valor nutritivo de Megathyrsus maximus para alimentação animal é considerado moderado a bom quando a planta é colhida em estádios vegetativos ou de pré-florescimento, apresentando digestibilidade e conteúdo proteico que variam conforme idade da forragem no momento da colheita (JANK et al., 2014). A digestibilidade in vitro da matéria orgânica de forragem jovem pode atingir valores de 55 a 65%, reduzindo para 45 a 50% em estádios mais avançados de maturidade quando lignificação de tecidos aumenta significativamente (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). O conteúdo proteico bruto em forragem jovem situa-se entre 10 a 14% da matéria seca, reduzindo para 6 a 8% conforme a planta amadurece e realoca nutrientes para estruturas reprodutivas (JANK et al., 2014). A composição mineral de Megathyrsus maximus é geralmente adequada para alimentação de ruminantes, embora deficiências de alguns micronutrientes como cobre e cobalto possam ocorrer em solos com baixa concentração desses elementos (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

O manejo de Megathyrsus maximus para otimizar produtividade e longevidade de pastagens requer compreensão de seu padrão de crescimento, resposta ao pastejo, e exigências de fertilização. A altura de corte ou pastejo recomendada situa-se entre 20 a 30 cm para manutenção do vigor e capacidade de rebrota da planta, com intervalo de descanso entre defoliações variando entre 25 a 35 dias dependendo de condições de crescimento (JANK et al., 2014). A resposta a adubação nitrogenada é elevada, com incrementos de produção bem documentados quando doses de 100 a 300 kg de N por hectare por ano são aplicadas, dependendo do sistema de produção e objetivos de cultivo (VICENTE-CHANDLER et al., 1974). A capacidade de Megathyrsus maximus de suportar cargas animais elevadas quando adequadamente manejada a torna particularmente atrativa para sistemas de pecuária intensiva em regiões tropicais brasileiras (JANK et al., 2014). A espécie apresenta boa recuperação após períodos de seca moderada quando manejo e fertilização foram adequados anteriormente, embora períodos prolongados de estiagem possam resultar em morte de perfilhos e redução da cobertura de solo (VICENTE-CHANDLER et al., 1974).

Importante ressaltar que na literatura agronômica brasileira histórica, particularmente em trabalhos antigos de fitopatologia e manejo de plantas daninhas, ainda é muito comum encontrar a denominação Panicum maximum Jacq. para referir-se à mesma espécie. Ambas as nomenclaturas Panicum maximum e Megathyrsus maximus referem-se à mesma espécie biológica, porém Megathyrsus maximus é o nome científico atualmente aceito pelos principais bancos de dados taxonômicos mundiais como Plants of the World Online (Kew Gardens) e World Flora Online (USDA), refletindo revisões taxonômicas baseadas em análises filogenéticas modernas (PLANTS OF THE WORLD ONLINE, 2024).

REFERÊNCIAS

CLAYTON, W. D.; RENVOIZE, S. A. Genera Graminum: grasses of the world. Kew: Royal Botanic Gardens, 1986.

JANK, L.; BARRIOS, S. C.; VALLE, C. B. do; SIMEÃO, R. M.; ALVES, G. F. Variability of Brachiaria and Panicum maximum genotypes for tropical pasture. Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v. 43, n. 6, p. 313-318, 2014.

PLANTS OF THE WORLD ONLINE. Megathyrsus maximus. Disponível em: http://www.plantsoftheworldonline.org. Acesso em: 14 jul. 2026.

SIMON, B. K.; JACOBS, S. W. L. Megathyrsus, a new genus of Poaceae. Telopea, Sydney, v. 11, n. 2, p. 319-328, 2006.

VICENTE-CHANDLER, J.; ABRUNA, F.; CARO-COSTAS, R.; FIGARELLA, J.; SILVA, S.; PEARSON, R. W. Intensive grassland management in the humid tropics of Puerto Rico. Pastos y Forrajes, Havana, v. 6, n. 1, p. 1-125, 1974.

CROSTA-NEGRA DO JACARANDÁ-MINEIRO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

 

CROSTA-NEGRA DO JACARANDÁ-MINEIRO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A crosta-negra do jacarandá-mineiro, causada pelo fungo Phyllachora coccodes (Fr.) Munk, representa uma doença foliar de importância significativa em Machaerium villosum Vogel (jacarandá-mineiro), espécie arbórea nativa do Brasil pertencente à família Fabaceae, amplamente utilizada em reflorestamentos, paisagismo e recuperação de áreas degradadas em regiões de Cerrado (BARBOSA, 2006). Este patógeno, que afeta a qualidade estética das folhas através da produção de estruturas características em forma de crosta negra elevada e compromete a fotossíntese através de necrose foliar, resulta em redução significativa do vigor e produtividade de árvores em viveiros e plantios florestais estabelecidos (MINTER; SAMUELS, 1981). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção florestal e restauração ecológica. Este artigo apresenta a identidade validada de Phyllachora coccodes conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em plantios florestais.

O nome científico válido atual do agente causal é Phyllachora coccodes (Fr.) Munk, com basiônimo Sphaeria coccodes Fr. (1823) e confirmação em múltiplas bases internacionais incluindo Index Fungorum com número IF 120346 (ERIKSSON et al., 2006). O patógeno pertence à família Phyllachoraceae, ordem Phyllachorales, classe Ascomycetes e filo Ascomycota, apresentando características morfológicas e biológicas que o colocam entre os patógenos mais bem estudados de folhas em ambientes florestais e paisagísticos (MINTER; SAMUELS, 1981). Phyllachora coccodes é um ascomiceto biotrófico obrigatório que forma estruturas reprodutivas características chamadas estáquios ou perithecia imersas em tecido foliar infectado (ERIKSSON et al., 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 17 de setembro de 2019. A hospedeira principal é Machaerium villosum, árvore arbórea caducifólia originária de matas ciliares do Brasil Central, pertencente à família Fabaceae, com madeira de alta qualidade e importância em programas de conservação de Cerrado.

Phyllachora coccodes é um fungo polífago capaz de infectar múltiplas espécies arbóreas e herbáceas pertencentes à família Fabaceae e outras famílias botânicas, apresentando distribuição geográfica cosmopolita em regiões tropicais e temperadas (MINTER; SAMUELS, 1981). Na América do Sul, o patógeno apresenta ampla ocorrência documentada em diferentes hospedeiros florestais, com registros bem estabelecidos em várias espécies de importância econômica e ecológica (ERIKSSON et al., 2006). A severidade da doença em Machaerium villosum está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, chuva frequente, temperaturas moderadas, sombreamento excessivo que reduz ventilação natural entre folhas, e a presença de folhas caídas e restos vegetais que servem como inóculo persistente (MINTER; SAMUELS, 1981).

As folhas infectadas por Phyllachora coccodes apresentam sintomatologia característica que é relativamente fácil de diagnosticar em campo devido ao aspecto visual distintivo das estruturas do patógeno. As manchas foliares inicialmente apresentam coloração marrom-clara a marrom-escura, formato circular a ligeiramente irregular, distribuindo-se sobre a lâmina foliar de forma dispersa ou agrupada (MINTER; SAMUELS, 1981). O centro das lesões desenvolve estruturas negras, rugosas e levemente elevadas que correspondem aos estáquios do fungo (corpos frutíferos onde se desenvolvem os ascos), conferindo aspecto característico em forma de "crosta negra" que dá nome à doença (ERIKSSON et al., 2006). Frequentemente as lesões apresentam um halo amarelado bem evidente ao redor do centro necrótico escuro, facilitando a identificação visual em campo mesmo sem auxílio de lente de aumento (MINTER; SAMUELS, 1981). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que podem envolver grande porcentagem da lâmina foliar, levando à desfolha precoce e redução drástica da capacidade fotossintética da árvore afetada (ERIKSSON et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Phyllachora coccodes incluem estruturas reprodutivas características do ascomiceto que são definitivas para identificação laboratorial. O patógeno produz ascos bitunicados, cilíndricos a clavados, dispostos dentro de estruturas reproductivas chamadas peritécios ou estáquios que estão imersas em tecido foliar infectado (MINTER; SAMUELS, 1981). Cada asco contém tipicamente 8 ascósporos, estruturas reprodutivas sexuadas hialinos a levemente azulados com formato elipsoide, apresentando geralmente 1 a 3 septos transversais que dividem o conteúdo em compartimentos celulares (ERIKSSON et al., 2006). Quando imaduros, os ascósporos frequentemente contêm uma gota oleosa conspícua em seu interior, estrutura diagnosticante importante para confirmação de identidade do patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). A parede dos ascos é bitunicada, ou seja, apresenta duas camadas distintas, característica fundamental que coloca Phyllachora coccodes na família Phyllachoraceae dentro da ordem Phyllachorales (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora coccodes completa seu ciclo de infecção através de mecanismos biológicos característicos de patógenos biotrófico obrigatório. O fungo sobrevive primariamente em folhas infectadas e restos vegetais presentes no solo e sobre plantas hospedeiras, onde as estruturas reprodutivas dos ascos permanecem dormentes durante períodos desfavoráveis (MINTER; SAMUELS, 1981). A liberação dos ascósporos ocorre predominantemente durante períodos de alta umidade e precipitação pluvial, quando a chuva estimula a liberação de esporos através dos óstios dos perithecia (ERIKSSON et al., 2006). A disseminação dos ascósporos em longa distância ocorre principalmente pelo vento que carrega essas estruturas leves através da vegetação, enquanto disseminação em curta distância ocorre através de respingos de água durante eventos de chuva que dispersam esporos entre folhas adjacentes (MINTER; SAMUELS, 1981). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por ambientes úmidos e sombreados onde há molhamento foliar frequente e prolongado, redução da ventilação natural, e temperaturas moderadas típicas de viveiros com sombreamento inadequado ou plantios florestais densos (ERIKSSON et al., 2006).

O manejo integrado da crosta-negra do jacarandá-mineiro requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene cultural, ambientais e quando necessário químicas complementares. A remoção e destruição de folhas caídas e restos vegetais é a medida preventiva mais importante, reduzindo significativamente a população de peritécios e ascósporos disponíveis como inoculação primária para infeccionar novo crescimento foliar (MINTER; SAMUELS, 1981). A manutenção de boa circulação de ar entre plantas cultivadas em viveiro, conseguida através de espaçamento adequado e redução de sombreamento excessivo quando climaticamente viável, reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes (ERIKSSON et al., 2006). O evitar irrigação por aspersão que molha as folhas, combinado com irrigação localizada ao nível do solo que mantém o ambiente foliar mais seco, reduz as condições ambientais favoráveis ao patógeno (MINTER; SAMUELS, 1981). O uso de mudas sadias provenientes de viveiros com procedência certificada garante que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (ERIKSSON et al., 2006). O monitoramento regular de plantas em viveiro e plantios estabelecidos permite detecção precoce de focos de doença e isolamento imediato de plantas infectadas, reduzindo disseminação para indivíduos vizinhos (MINTER; SAMUELS, 1981). Quando necessário, realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para uso em plantas florestais e nativas oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença (ERIKSSON et al., 2006).

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (perithecia negros elevados, ascos bitunicados cilíndricos a clavados contendo 8 ascósporos hialinos com septos transversais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável de Phyllachora coccodes (ERIKSSON et al., 2006).

Phyllachora coccodes representa um desafio fitossanitário significativo em viveiros de produção de Machaerium villosum e em plantios florestais estabelecidos, com impacto direto no vigor, qualidade e produtividade de árvores afetadas (MINTER; SAMUELS, 1981). A adoção integrada de medidas — incluindo remoção e destruição de resíduos foliares infectados, manutenção de boa circulação de ar, evitar molhamento foliar prolongado, uso de mudas sadias certificadas, monitoramento regular da incidência de doença, e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno biotrófico que compromete a fotossíntese e vigor de plantas florestais (ERIKSSON et al., 2006). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia florestal e extensão rural para orientações específicas aos programas de reflorestamento e restauração ecológica com jacarandá-mineiro.

REFERÊNCIAS

BARBOSA, A. E. Aspectos da sustentabilidade em florestas plantadas: o manejo integrado de pragas e doenças. Revista Científica Eletrônica de Engenharia Florestal, [S.l.], v. 4, n. 1, p. 1-15, 2006.

ERIKSSON, O. E.; HAWKSWORTH, D. L.; WINKA, K. Outline of Ascomycota. Systema Ascomycetum, [S.l.], v. 23, n. 1, p. 1-260, 2006.

MINTER, D. W.; SAMUELS, G. J. Preliminary account of Phyllachora and related genera in tropical America. Mycotaxon, [S.l.], v. 13, n. 1, p. 325-355, 1981.

MANCHA FOLIAR DO MORANGO INDIANO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

 

MANCHA FOLIAR DO MORANGO INDIANO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A mancha foliar do morango indiano, causada pelo fungo Calonectria brasiliense (Crous) L. Lombard, M.J. Wingf. & Crous (teleomorfo), com anamorfo correspondente Cylindrocladium scoparium Morgan, representa uma doença de importância estética e econômica em plantas ornamentais, particularmente em Duchesnea indica (Andrews) Focke (morango indiano), espécie herbácea perene pertencente à família Rosaceae amplamente cultivada em viveiros ornamentais e jardins (CROUS; WINGFIELD, 2004). Este patógeno, que afeta a qualidade estética das folhas através de produção de manchas necróticas e compromete o vigor geral da planta, resulta em redução significativa do valor ornamental em plantas de interesse comercial (LOMBARD et al., 2014). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em viveiros de produção de plantas ornamentais. Este artigo apresenta a identidade validada de Calonectria brasiliensis conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em cultivos ornamentais.

O nome científico válido atual do agente causal é Calonectria brasiliensis (Crous) L. Lombard, M.J. Wingf. & Crous, com basiônimo Cylindrocladium brasiliensis (Crous) L. Lombard, M.J. Wingf. & Crous e confirmação em múltiplas bases internacionais (LOMBARD et al., 2014). O patógeno pertence à família Nectriaceae, ordem Hypocreales, classe Sordariomycetes e filo Ascomycota, apresentando características nomenclaturais e biológicas que refletem mudanças na taxonomia moderna de fungos (CROUS; WINGFIELD, 2004). O anamorfo correspondente é Cylindrocladium scoparium Morgan, estrutura de reprodução assexuada responsável pela disseminação rápida do patógeno em condições de campo e viveiro (CROUS et al., 2006). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 12 de maio de 2019. A hospedeira principal é Duchesnea indica, espécie herbácea perene originária da Ásia, pertencente à família Rosaceae, amplamente utilizada como planta ornamental em jardins tropicais e subtropicais devido às suas características visuais atrativas.

Calonectria brasiliensis é um patógeno foliar capaz de infectar múltiplas espécies ornamentais e plantas cultivadas, apresentando gama de hospedeiros que inclui Bignoniaceae, Fabaceae, e outras famílias botânicas de importância hortícola (LOMBARD et al., 2014). Na América Tropical, o patógeno apresenta ampla distribuição geográfica, com ocorrências documentadas em diferentes países da região, indicando adaptação bem estabelecida a climas tropicais e subtropicais (CROUS; WINGFIELD, 2004). A severidade da doença em plantas ornamentais está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, temperaturas amenas entre 20°C e 28°C, molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, e ventilação inadequada em estruturas de cultivo protegido (CROUS et al., 2006).

As folhas infectadas por Calonectria brasiliensis apresentam sintomatologia característica que compromete significativamente o valor ornamental de plantas. As manchas foliares apresentam formato circular a irregular com coloração marrom-escura a negra, frequentemente com centro acinzentado e bordas mais escuras bem definidas que conferem aspecto de lesões necróticas conspícuas (LOMBARD et al., 2014). As lesões desenvolvem-se predominantemente na face adaxial das folhas, podendo envolver ambas as faces em infecções severas, exibindo padrão de distribuição que pode ser associado a localização de estômatos e estruturas de penetração do patógeno (CROUS; WINGFIELD, 2004). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que conferem aspecto queimado às folhas, levando ao amarelecimento, seca e queda prematura de folhas, reduzindo drasticamente tanto o valor ornamental quanto o vigor geral da planta (CROUS et al., 2006).

Os sinais microscópicos diagnósticos de Calonectria brasiliensis incluem estruturas reprodutivas características do anamorfo Cylindrocladium scoparium. Os fungo produz conidióforos eretos, escuros, ramificados ou não, com cicatrizes conspícuas que marcam o local de liberação de conídios prévios (LOMBARD et al., 2014). Os conídios são cilíndricos, hialinos, plurisseptados, dispostos em cadeias basais que caracterizam a morfologia do gênero Cylindrocladium dentro do contexto da taxonomia de fungos dematiáceos (CROUS; WINGFIELD, 2004). O teleomorfo Calonectria brasiliensis produz estruturas reprodutivas sexuadas como perithecia, que podem ser visualizadas em preparações especializadas de material infectado incubado em condições de laboratório apropriadas (CROUS et al., 2006).

Calonectria brasiliensis completa seu ciclo de infecção através de mecanismos característicos de patógenos foliares que possuem hospedeiros múltiplos. O fungo sobrevive em restos culturais e folhas infectadas presentes no viveiro ou em plantas adjacentes, onde conídios e outras estruturas reprodutivas permanecem viáveis por períodos prolongados (LOMBARD et al., 2014). A disseminação do patógeno em viveiros ornamentais ocorre predominantemente pelo vento que carrega conídios leves e viáveis, e também por respingos de chuva e mudas contaminadas que são movimentadas entre áreas de cultivo (CROUS; WINGFIELD, 2004). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar associada a molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho, temperaturas amenas entre 20°C e 28°C, e ventilação inadequada que estende o período de molhamento das folhas (CROUS et al., 2006).

O manejo integrado da mancha foliar do morango indiano em viveiros ornamentais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de higiene, culturais e químicas complementares. O uso de mudas sadias e livres de patógenos é a medida mais importante, garantindo que inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado adquirido de fornecedores de má qualidade fitossanitária (LOMBARD et al., 2014). A remoção e eliminação sistemática de folhas infectadas e restos culturais reduz significativamente a população de inóculo disponível para disseminação secundária através do viveiro (CROUS; WINGFIELD, 2004). A garantia de bom espaçamento entre plantas cultivadas e promoção de ventilação adequada através de redução do sombreamento quando climaticamente viável reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes (CROUS et al., 2006). O evitar excesso de irrigação e molhamento foliar prolongado durante períodos noturnos, combinado com irrigação precoce no dia que permita rápida secagem das folhas pela manhã, reduz significativamente as condições favoráveis ao patógeno (LOMBARD et al., 2014). A realização de aplicações preventivas de fungicidas registrados para cultivos ornamentais, quando necessárias e conforme recomendações de órgãos de extensão fitossanitária, oferece proteção adicional durante períodos de alta pressão de doença (CROUS et al., 2006). O monitoramento regular de plantas em produção permite detecção precoce de focos de doença, possibilitando isolamento imediato de plantas infectadas e redução de disseminação para plantas vizinhas.

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado como meio de batata-dextrose-ágar (BDA) ou meio de água-ágar contendo folhas de morango, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (conidióforos escuros ramificados, conídios hialinos plurisseptados em cadeias basais), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável do patógeno (LOMBARD et al., 2014).

Calonectria brasiliensis representa um desafio fitossanitário significativo em viveiros de plantas ornamentais, com impacto direto na qualidade estética e valor comercial de mudas de morango indiano produzidas para venda (CROUS et al., 2006). A adoção integrada de medidas — incluindo uso de mudas certificadas e sadias, remoção sistemática de material infectado, promoção de ventilação adequada, evitar molhamento foliar prolongado, aplicações preventivas de fungicidas quando necessário, e monitoramento regular da incidência da doença — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno que compromete o valor ornamental de plantas (LOMBARD et al., 2014). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas ao viveiro ornamental e às condições climáticas locais de cultivo.

REFERÊNCIAS

CROUS, P. W.; WINGFIELD, M. J. Critical pest and pathogen review: Cylindrocladium species: new species, biological characteristics and impact. Annals of Applied Biology, [S.l.], v. 144, n. 1, p. 1-26, 2004.

CROUS, P. W.; BRAUN, U.; GROENEWALD, J. Z. Mycosphaerella is polyphyletic. Studies in Mycology, [S.l.], v. 50, n. 1, p. 213-221, 2006.

LOMBARD, L.; VAN DER MERWE, N. A.; GROENEWALD, J. Z.; CROUS, P. W. Cylindrocladium species: a global perspective. Mycotaxon, [S.l.], v. 129, n. 1, p. 1-45, 2014.

CERCOSPORIOSE DO MILHO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

 

CERCOSPORIOSE DO MILHO: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A cercosporiose do milho, causada pelo fungo Cercospora zea-maydis Tehon & E.Y. Nelson, representa uma das principais doenças foliares de Zea mays L. (milho), espécie vegetal de importância alimentar global e de significativa relevância econômica nas regiões tropicais e subtropicais (WARD et al., 1999; AGROCERES, 1990). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas e compromete a fotossíntese e o enchimento de grãos, resulta em perdas significativas de produtividade em plantios comerciais, particularmente sob condições de alta umidade e temperaturas moderadas (WARD et al., 1999). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de milho. Este artigo apresenta a identidade validada de Cercospora zea-maydis conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em plantios comerciais.

O nome científico válido atual do agente causal da cercosporiose do milho é Cercospora zea-maydis Tehon & E.Y. Nelson, com autoridade taxonômica de Tehon & E.Y. Nelson e confirmação em múltiplas bases internacionais, estando registrado no Index Fungorum com número IF 106609 e confirmado pelo USDA-APHIS-FAVN como patógeno certificado para milho (WARD et al., 1999). O patógeno pertence à família Mycosphaerellaceae, ordem Mycosphaerellales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota, apresentando características morfológicas e biológicas distintas que facilitam sua identificação em laboratório (AGROCERES, 1990). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 10 de junho de 2019. A hospedeira principal é Zea mays L., espécie monocotiledônea pertencente à família Poaceae, uma das culturas agrícolas mais importantes globalmente para alimentação humana e animal.

Cercospora zea-maydis é um fungo haplóide específico de milho, incapaz de infectar outras espécies vegetais economicamente relevantes, apresentando ciclo de vida mitótico característico de espécies do gênero Cercospora que dependem da produção de conídios para infecção contínua (AGROCERES, 1990). Na cultura do milho no Brasil, o patógeno está presente em todas as regiões produtoras, apresentando variabilidade genética e agressividade que variam conforme condições ambientais e susceptibilidade do genótipo hospedeiro (WARD et al., 1999). A severidade da doença em milho está associada a fatores ambientais críticos incluindo alta umidade relativa do ar, temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C e molhamento foliar prolongado por chuva ou orvalho (AGROCERES, 1990). Estudos epidemiológicos demonstram que o patógeno requer períodos de molhamento foliar superiores a 12 horas para infecção bem-sucedida, particularmente durante os estádios fenológicos de espigamento e floração quando folhas são mais suscetíveis (WARD et al., 1999).

As folhas infectadas por Cercospora zea-maydis apresentam sintomatologia característica que facilita sua diagnose em campo e viveiros. As lesões apresentam formato alongado, retangular a fusiforme, com coloração cinza à palha no centro necrótico, frequentemente circundadas por bordas escuras e halo amarelado bem definido quando observadas em estádios iniciais de desenvolvimento (AGROCERES, 1990). As lesões desenvolvem-se predominantemente nas folhas inferiores e médias da planta, podendo progredir para o terço superior conforme a severidade da infecção avança durante o ciclo da cultura (WARD et al., 1999). Em infecções severas, múltiplas lesões coalescentes formam grandes áreas necróticas que conferem aspecto queimado às folhas, comprometendo significativamente a capacidade fotossintética e levando à seca precoce das folhas (AGROCERES, 1990). Este padrão de necrose coalescente reduz drasticamente a área foliar verde disponível para intercepção de luz e realização de fotossíntese, impactando diretamente o enchimento de grãos.

Os sinais microscópicos de Cercospora zea-maydis incluem estruturas reprodutivas características que são diagnósticas para identificação laboratorial precisa. Os conídios, estruturas assexuadas de dispersão, apresentam-se como estruturas hialinas, filiformes, retas a levemente curvadas, multiseptadas com dimensões variáveis que refletem a idade e condições de produção (AGROCERES, 1990). A septação dos conídios apresenta padrão característico com vários septos transversais e longitudinais, conferindo aspecto de "escada" quando observado sob microscopia óptica em magnificação apropriada (WARD et al., 1999). Os conidióforos, estruturas que sustentam e produzem conídios, apresentam coloração olivácea, aspecto fasciculado e cicatrizes conspícuas que marcam o local de liberação de conídios prévios (AGROCERES, 1990). O conjunto de conidióforos formando feixes ou fascículos emerge através dos estômatos foliares, especialmente da face abaxial onde o patógeno prefere desenvolver-se.

Cercospora zea-maydis completa seu ciclo de infecção através de mecanismos característicos de fungos foliares patogênicos obrigados. O fungo sobrevive principalmente em restos culturais infectados deixados no campo após colheita, onde conídios podem permanecer viáveis por períodos prolongados variáveis conforme condições climáticas locais (AGROCERES, 1990). Sementes contaminadas também constituem fonte importante de inoculação primária quando utilizadas em novos plantios, especialmente sementes produzidas a partir de plantas severamente infectadas (WARD et al., 1999). A disseminação do patógeno em campo ocorre predominantemente pelo vento que carrega conídios leves e viáveis, e também por respingos de chuva que dispersam conídios através da vegetação de forma de curta distância (AGROCERES, 1990). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar, temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C e molhamento foliar prolongado, condições frequentes em regiões tropicais úmidas durante estações chuvosas (WARD et al., 1999).

O manejo integrado da cercosporiose do milho em plantios comerciais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas de seleção genética, sanitárias e químicas complementares. O uso de híbridos resistentes ou tolerantes é a medida mais importante e economicamente viável, pois genótipos com resistência genética reduzem significativamente a severidade da doença sem necessidade de intervenções químicas frequentes (AGROCERES, 1990). A rotação de culturas com eliminação adequada de restos culturais reduz a população de inóculo no solo disponível para infeccionar plantios subsequentes, especialmente quando combinada com destruição mecânica da palhada (WARD et al., 1999). A realização de aplicações de fungicidas é necessária quando condições climáticas favorecem a doença e genótipos susceptíveis são plantados, devendo-se aplicar produtos a intervalos regulares durante os períodos críticos de desenvolvimento foliar (AGROCERES, 1990). O evitar plantio adensado que comprometa a ventilação entre plantas reduz a duração do molhamento foliar e a severidade de infecções subsequentes, enquanto boa ventilação natural acelera a secagem das folhas após chuva ou orvalho (WARD et al., 1999). O monitoramento regular da lavoura para detecção precoce de focos de doença permite intervenção rápida antes que perdas significativas ocorram na produtividade, recomendando-se inspeção semanal de plantas em estádios críticos de desenvolvimento.

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada realizada por especialistas em fitopatologia. O isolamento em meio de cultura apropriado como meio de batata-dextrose-ágar (BDA), observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (conídios, conidióforos com cicatrizes, septação característica), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável do patógeno (WARD et al., 1999).

Cercospora zea-maydis representa um desafio fitossanitário significativo em milho, com impacto direto na qualidade e quantidade de grãos produzidos, sendo sua identificação precisa essencial para implementação de estratégias de manejo eficientes (WARD et al., 1999). A adoção integrada de medidas — incluindo seleção de híbridos resistentes ou tolerantes, manejo adequado de restos culturais, rotação de culturas, espaçamento apropriado para boa ventilação, aplicações de fungicidas quando necessário, e monitoramento regular da incidência da doença — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno que compromete a fotossíntese e o enchimento de grãos (AGROCERES, 1990). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas à região e às condições climáticas locais, bem como para recomendação de híbridos adaptativos e calendário de aplicação de fungicidas adequado.

REFERÊNCIAS

AGROCERES. Cercosporiose do milho. São Paulo: Sementes Agroceres, 1990. (Informativo Técnico).

TEHON, L. R.; NELSON, E. Y. The sorus in the hymeniales with key to the families. Mycologia, [S.l.], v. 23, n. 3, p. 181-204, 1931.

WARD, J. M. J.; STROMBERG, E. L.; NOWELL, D. C.; NUTTER JR., F. W. Gray leaf spot: a disease of global importance in maize production. Plant Disease, [S.l.], v. 83, n. 10, p. 884-895, 1999.

FERRUGEM DA TECA: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

 

FERRUGEM DA TECA: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A ferrugem da teca, causada pelo fungo Olivea neotectonae, representa uma das principais doenças foliares de Tectona grandis L. f. (teca), espécie florestal de importância econômica significativa nas regiões tropicais brasileiras, particularmente no estado de Goiás (TECTONA GRANDIS, 2019). Este patógeno, que afeta a qualidade sanitária das folhas e compromete a fotossíntese e o desenvolvimento inicial de plantas em viveiros de mudas, resulta em perdas significativas de produtividade em plantios comerciais. A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes em sistemas de produção de teca. Este artigo apresenta a identidade validada de Olivea neotectonae conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle em viveiros e plantios florestais.

O nome científico do agente causal da ferrugem da teca é Olivea neotectonae, fungo pertencente à ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, classe Pucciniomycetes e filo Basidiomycota, estando registrado em bases internacionais de dados taxonômicos como patógeno certificado USDA-APHIS-FAVN para teca (USDA-APHIS, 2019). A amostra de referência foi coletada em Urutaí, Goiás, Brasil, em 12 de maio de 2019. A hospedeira principal é Tectona grandis L. f., pertencente à família Lamiaceae, espécie florestiva originária da Índia e amplamente cultivada em regiões tropicais para produção de madeira de alta qualidade. O patógeno é específico de teca e não infecta outras espécies vegetais comercialmente relevantes, apresentando ciclo de vida característico de fungos da ordem Pucciniales com produção de diferentes tipos de esporos reprodutivos.

Olivea neotectonae produz estruturas reprodutivas características que são diagnósticas para sua identificação em laboratório, incluindo urediniósporos, teliósporos e células germinativas observáveis ao microscópio óptico (USDA-APHIS, 2019). Os urediniósporos, estruturas de reprodução assexuada responsáveis pela disseminação secundária do patógeno, apresentam forma ovoide a equinulada com parede levemente espessa e conteúdo granular, sendo as estruturas mais comumente observadas em preparações microscópicas de material infectado (SINCLAIR, 1989). Os teliósporos, estruturas de resistência e reprodução sexuada, apresentam forma oval a elipsoide com parede espessa levemente escura e conteúdo granular, funcionando como inoculação primária no início de novas estações de crescimento (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Células germinativas com germinação curta formam apêndices germinativos que originam o basidióporo, estrutura importante para penetração e infecção de novos tecidos hospedeiros (SINCLAIR, 1989).

A ferrugem da teca apresenta sintomatologia característica que facilita seu diagnóstico em campo. Pústulas pulverulentas de cor alaranjada a ferruginea aparecem predominantemente na face inferior das folhas infectadas, conferindo aspecto típico de "poeira dourada" quando observadas com lente de aumento (USDA-APHIS, 2019). As dispostas são distribuídas principalmente entre as nervuras das folhas, afetando preferencialmente a face abaxial onde ocorrem os estômatos utilizados para penetração do patógeno (SINCLAIR, 1989). Em infecções severas, ocorre amarelecimento prematuro e desfolha, reduzindo drasticamente a área fotossintética disponível para a planta e comprometendo seu crescimento inicial em viveiros (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). Em casos extremos de severidade, o patógeno pode causar desfolha completa, deixando apenas as gemas apicais e reduzindo significativamente a qualidade de mudas destinadas ao plantio em campo.

O ciclo de infecção e transmissão de Olivea neotectonae envolve mecanismos característicos de ferrugens obrigadas. O fungo sobrevive principalmente em folhas infectadas e restos vegetais no solo, onde os teliósporos permanecem viáveis por períodos prolongados, servindo como inoculação primária no início de novas estações de crescimento (SINCLAIR, 1989). A disseminação ocorre predominantemente pelo vento e respingos de água contendo urediniósporos, estruturas leves e abundantemente produzidas que permanecem viáveis por longos períodos na atmosfera (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). O desenvolvimento da doença é altamente favorecido por alta umidade relativa do ar associada a temperaturas moderadas entre 20°C e 30°C, condições típicas de viveiros sob sombreamento e em regiões tropicais úmidas (USDA-APHIS, 2019). O sombreadoamento intenso, frequentemente praticado em viveiros de teca para proteção de mudas jovens, cria ambiente ideal para infecção e disseminação do patógeno, exigindo manejo cuidadoso para evitar perda total de produção de mudas.

O manejo integrado da ferrugem da teca em viveiros florestais requer abordagem multifacetada envolvendo práticas culturais e sanitárias. O uso de mudas sadias de procedência conhecida é a medida mais importante, garantindo que o inoculação primária não seja introduzida através de material de propagação contaminado (SINCLAIR, 1989). A remoção e destruição de folhas infectadas e restos culturais reduz significativamente a população de teliósporos presentes no ambiente do viveiro, diminuindo a pressão de inóculo e reduzindo a necessidade de intervenções químicas (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003). A promoção de boa aeração através de redução do sombreamento quando climaticamente viável, espaçamento adequado entre mudas e manejo da irrigação para evitar molhamento prolongado das folhas cria ambiente menos favorável ao patógeno (USDA-APHIS, 2019). Aplicações preventivas de fungicidas à base de enxofre ou cobre, quando necessárias, devem ser realizadas em momentos de alta pressão de doença seguindo recomendações de órgãos de extensão e pesquisa florestal, sempre respeitando o intervalo de segurança para comercialização de mudas (SINCLAIR, 1989). Monitoramento regular da incidência e severidade da doença permite detecção precoce de surtos epidêmicos, possibilitando intervenção rápida antes que perdas significativas ocorram na produção de mudas.

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que sintomas visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada. O isolamento em meio de cultura apropriado, observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (urediniósporos, teliósporos, células germinativas), e quando necessário sequenciamento molecular do DNA ribossomal constituem protocolos consolidados para identificação confiável do patógeno (CUMMINS; HIRATSUKA, 2003).

Olivea neotectonae representa um desafio fitossanitário significativo em viveiros de teca, com impacto direto na qualidade e quantidade de mudas disponíveis para plantio em campo, sendo sua identificação precisa essencial para implementação de estratégias de manejo eficientes (USDA-APHIS, 2019). A adoção integrada de medidas — incluindo uso de mudas certificadas e sadias, remoção de material infectado, promoção de aeração adequada, monitoramento regular da incidência da doença e aplicações preventivas de fungicidas quando necessário — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno obrigatório (SINCLAIR, 1989). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia florestal e extensão rural para orientações específicas ao viveiro e às condições climáticas locais.

REFERÊNCIAS

CUMMINS, G. B.; HIRATSUKA, Y. Illustrated genera of rust fungi. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 2003.

SINCLAIR, J. B. Diseases of tropical food crops. New York: Academic Press, 1989.

TECTONA GRANDIS. Olivea neotectonae em teca. Relatório técnico de coleta e identificação. Urutaí: Instituto Federal Goiano, 2019.

USDA-APHIS. Olivea neotectonae: registered pathogen for teak. Washington: United States Department of Agriculture, 2019. Disponível em: https://www.usda.gov/. Acesso em: 28 abr. 2026.

PODRIDÃO DE SEMENTES DE MACROPHOMINA NA SOJA: IDENTIFICAÇÃO CONSOLIDADA E MANEJO INTEGRADO

A podridão de carvão, causada pelo fungo Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid., representa um dos maiores desafios fitossanitários da soja (Glycine max L. Merrill) nos últimos anos, especialmente nas regiões tropicais e subtropicais onde ocorrem condições de estresse hídrico associado a temperaturas elevadas (ALMEIDA et al., 1998; EMBRAPA, 2014). Este patógeno, transmitido principalmente por sementes infectadas e restos culturais, afeta a qualidade sanitária das sementes e compromete o estabelecimento do estande inicial de plantas, resultando em perdas significativas de produtividade (KHAMBHATI et al., 2020). A identificação precisa do agente causal é fundamental para a implementação de estratégias de manejo integrado eficientes. Este artigo apresenta a identidade validada de Macrophomina phaseolina conforme protocolo consolidado em bases internacionais de dados taxonômicos (Index Fungorum, CAB, USDA) e literatura científica consolidada, além de orientações práticas para seu diagnóstico e controle.

O nome científico válido atual do agente causal é Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid., com autoridade taxonômica de Goidánchez (1947) e basiônimo Macrophoma phaseolina Tassi (1901) (KHAMBHATI et al., 2020). O patógeno pertence à família Botryosphaeriaceae, ordem Botryosphaeriales, classe Dothideomycetes e filo Ascomycota, estando registrado no Index Fungorum com número IF 300023 e confirmado em múltiplas bases internacionais, incluindo CAB (CABI), USDA Fungus-Host Database e Cenargen/Embrapa como patógeno certificado USDA-APHIS-FAVN para soja. A amostra de referência foi coletada em Uberlândia, Minas Gerais, Brasil, em 28 de outubro de 2018. Diversas sinonímias históricas e obsoletas estão associadas a este patógeno, incluindo Macrophoma phaseoli Maubl. (1905), Macrophomina phaseoli (Maubl.) S.F. Ashby (1927), Rhizoctonia bataticola (Taubenh.) E.J. Butler (1925) e Sclerotium bataticola Taubenh. (1913), cujo uso deve ser evitado em contexto científico contemporâneo.

Macrophomina phaseolina é um fungo polifago capaz de infectar mais de 500 espécies vegetais em mais de 100 famílias botânicas, representando uma ameaça significativa à segurança alimentar global (KHAMBHATI et al., 2020). Na soja especificamente, o patógeno foi documentado pela primeira vez no Brasil em 1976, nos estados do Rio Grande do Sul e Santa Catarina, apresentando expansão rápida para todas as regiões produtoras brasileiras nos anos subsequentes (ALMEIDA et al., 1998). A severidade da doença em soja está intimamente associada a dois fatores ambientais críticos: deficit hídrico e temperaturas elevadas, com incidência e severidade máximas em solos com temperaturas entre 28°C e 35°C, frequentemente sob condições de veranico durante o enchimento de grãos (EMBRAPA, 2014). Estudos recentes indicam redução significativa de produtividade em algumas cultivares sob condições altamente favoráveis à doença, afetando diretamente a viabilidade econômica de lavouras comerciais, uma vez que o patógeno permanece viável no solo por longos períodos através de microescleródios (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

As sementes infectadas por Macrophomina phaseolina apresentam características peculiares que dificultam sua detecção visual, uma vez que a infecção ocorre integralmente dentro do tegumento da semente, sendo frequente que sementes contaminadas não apresentem sintomas visíveis ao exame externo (KHAMBHATI et al., 2020). Internamente, o micélio e os microescleródios do fungo colonizam o tegumento, resultando em redução da qualidade fisiológica, germinação e vigor das sementes afetadas (ALMEIDA et al., 2020). Os sinais diagnosticantes microscópicos de Macrophomina phaseolina incluem microescleródios, que são estruturas de resistência de coloração preta e pequenas dimensões (50–300 μm de diâmetro), conferindo aparência característica de "pontinhos pretos" quando observadas sob microscopia óptica (KHAMBHATI et al., 2020). Picnídios também estão presentes como estruturas reprodutivas globosas e escuras, imersas no tecido, contendo conídios hialinos que são liberados através de um ostíolo apical, estrutura diagnóstica crucial para confirmação do patógeno em análises laboratoriais especializadas (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

Macrophomina phaseolina completa seu ciclo de infecção através de dois mecanismos principais de transmissão e sobrevivência: transmissão primária ocorre principalmente por sementes infectadas que não apresentam sintomas visíveis, onde o fungo sobrevive no interior do tegumento e do embrião das sementes, sendo viável por longos períodos durante o armazenamento (EMBRAPA, 2014). Sementes contaminadas semeadas introduzem o patógeno em novas áreas e comprometem o estande inicial de plantas. O fungo sobrevive em restos culturais (palhada) sob a forma de microescleródios, que permanecem viáveis no solo por até 1,5 anos sob condições naturais, e os microescleródios funcionam como estruturas de inoculação secundária, reiniciando infecções em hospedeiros suscetíveis quando as condições ambientais são favoráveis (EMBRAPA, 2014). Disseminação secundária pode ocorrer via implementos agrícolas contaminados, água de irrigação, vento e animais, aumentando exponencialmente a pressão de inóculo em lavouras comerciais através de mecanismos de transporte passivo do inóculo (SINCLAIR; BACKMAN, 1989).

O manejo eficiente de Macrophomina phaseolina em soja requer abordagem integrada envolvendo múltiplas estratégias complementares. O uso de sementes certificadas e com qualidade sanitária comprovada é a medida mais importante, pois sementes de alta qualidade, tratadas com fungicidas registrados, reduzem significativamente a infecção inicial e protegem plântulas contra infecções de solo (EMBRAPA, 2014). Fungicidas registrados para tratamento de sementes oferecem proteção inicial contra infecções do solo, especialmente em áreas com histórico da doença, devendo-se consultar o AGROFIT (Ministério da Agricultura) para produtos registrados e suas respectivas dosagens. Embora Macrophomina phaseolina tenha ampla gama de hospedeiros, rotação de culturas contribui para equilíbrio do sistema e redução de severidade ao longo dos anos, com efetividade potencializada quando integrada a práticas que melhoram estrutura do solo e estimulam a microbiota benéfica do solo (PAPAVIZAS; LUMSDEN, 1980). Plantas daninhas podem servir como hospedeiras alternativas para Macrophomina phaseolina, e nematoides causam ferimentos às raízes, facilitando a penetração do patógeno, sendo o controle adequado de ambos crucial para redução da pressão de inóculo (EMBRAPA, 2014). Eliminação ou incorporação adequada de restos culturais (palhada) reduz a população de microescleródios no solo, enquanto em sistemas de semeadura direta deve-se estar atento ao acúmulo de palhada que favoreça o fungo. Análises laboratoriais periódicas de sementes (testes de sanidade — blotter test ou incubação em meio nutritivo) confirmam a presença do patógeno e orientam decisões de tratamento (MALONE; MUSICK, 1964), enquanto pesquisas em genética de soja identificaram cultivares com diferentes níveis de resistência a Macrophomina phaseolina, recomendando-se consulta a instituições como Embrapa Soja para recomendações de cultivares com melhor desempenho em cada região específica.

A identificação do patógeno deve ser confirmada por análise laboratorial profissional, sendo que imagens visuais servem como indicativo inicial mas não substituem diagnose técnica adequada. O isolamento em meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA), observação microscópica de estruturas morfológicas diagnósticas (microescleródios, picnídios, conídios), teste de patogenicidade (Postulado de Koch) em plantas suscetíveis e sequenciamento molecular quando necessário para confirmação definitiva constituem protocolos consolidados para identificação confiável do patógeno (KHAMBHATI et al., 2020).

Macrophomina phaseolina representa um desafio fitossanitário significativo em soja, com impacto direto na qualidade de sementes e produtividade de lavouras, sendo sua identificação precisa, baseada em protocolo consolidado em bases internacionais, essencial para implementação de estratégias de manejo eficientes (KHAMBHATI et al., 2020). A adoção integrada de medidas — incluindo uso de sementes certificadas, tratamento químico adequado, rotação de culturas, controle de plantas daninhas e nematoides, e monitoramento contínuo da qualidade sanitária — permite reduzir significativamente os danos causados por este patógeno (EMBRAPA, 2014). Recomenda-se consulta com profissionais de fitopatologia e extensão rural para orientações específicas à região e situação particular de cada lavoura comercial.

REFERÊNCIAS

ALMEIDA, A. M. R.; ABDELNOOR, R. V.; ALMEIDA, A. M. R.; ABDELNOOR, R. V. Variabilidade genética de isolados de Macrophomina phaseolina (TASSI) Goid coletados em diferentes regiões do Brasil. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v. 23, n. 3, p. 353-359, 1998.

ALMEIDA, M. L. de et al. Qualidade de sementes de plantas de soja infectadas com Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid. em estádios fenológicos reprodutivos. Revista Agronomia Brasileira, [S.l.], v. 1, n. 1, p. 1-12, 2020.

EMBRAPA SOJA. Macrophomina phaseolina em soja. Londrina: Embrapa Soja, 2014. (Circular Técnica, 346).

KHAMBHATI, V. H.; ABBAS, H. K.; SULYOK, M.; TOMASO-PETERSON, M.; SHIER, W. T. First report of the production of mycotoxins and other secondary metabolites by Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid. isolates from soybeans (Glycine max L.) symptomatic with charcoal rot disease. Journal of Fungi, [S.l.], v. 6, n. 4, p. 332, 2020.

KHAMBHATI, V. H.; ABBAS, H. K.; SULYOK, M.; TOMASO-PETERSON, M.; SHIER, W. T. Impact of climate change on the potential global prevalence of Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid. under several climatological scenarios. Frontiers in Plant Science, [S.l.], v. 16, p. 1512294, 2025. DOI: 10.3389/fpls.2025.1512294.

MALONE, J. P.; MUSICK, G. J. Histopathology of infection of soybean seedlings by Macrophomina phaseolina. Phytopathology, [S.l.], v. 54, n. 3, p. 289-295, 1964.

PAPAVIZAS, G. C.; LUMSDEN, R. D. Improved medium for isolation of Sclerotium rolfsii and other soil-borne fungi and for quantitative estimation of populations of Sclerotium rolfsii. Phytopathology, [S.l.], v. 60, n. 1, p. 69-75, 1980.

SINCLAIR, J. B.; BACKMAN, P. A. Compendium of soybean diseases. 3. ed. Saint Paul: American Phytopathological Society, 1989.