“ASPECTOS GERAIS E MORFOLÓGICOS DO FUNGO Rhizopus sp.”

Caullius Jordão e Milton L. Paz Lima
Acadêmico do curso de Tecnologia em Gestão Ambiental
Professor da Disciplina de Microbiologia

Introdução

A podridão-de-rhizopus causada por Rhizopus stolonifer (Ehrenb.Vuill). (1902), representa uma doença de pós-colheita, observada durante o armazenamento e trânsito de frutos, sendo raramente visto em campo.

O fungo é um patógeno não especialista, que infesta um grande número de hospedeiros; ele invade os tecidos através de ferimentos, apodrecendo rapidamente frutos inteiros deixando intacta apenas a cutícula. A hifa fúngica secreta enzimas pectolíticas. Elevada umidade e temperatura entorno de 25 oC durante armazenamento quando o transporte favorece a desenvolvimento de lesões (Camargo, 2005).

R. stolonifer apresenta micélio bem desenvolvido, hifas cenocíticas, esporângios escuros sustentados por esporangiósforo longos, além de rizóides que promovem a fixação da hifa ao substrato. Os esporos assexuados (esporangiósporos) são do tipo aplanósporo, ovais e de coloração castanha.Os esporos sexuados (zigósporos ou oósporo) são ovais, e escuros e resultantes da fusão de gametângios. O crescimento do micélio é feito através de estolões que se fixam ao substrato pelos rizóides; neste ponto são formados os esporangióforos e, dá oringem aos esporangiósporos, que são liberados pelo rompimento dos esporângios. Os esporângiósporos germinam, formando hifas, que se ramificam e formam um novo micélio (FILHO, A. Bergamin, 1995). O aplanósporo apresenta formato limoniforme, elípticos é ameroseptados onde foi apresentado a presença de rizóides (PAZ LIMA, 2010).

Foram achadas espécies diferentes de Rhisopus sp. no Brasil como: Rhizopus arrhizus A. Fisch, Rhizopus oryzae Went & Prins. Geerl, Rhizopus artocarpi Racib., Rhizopus cohnii Berl. & De Toni, Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis (Cohn) Schipper & Stalpers, Rhizopus microsporus Tiegh, Rhizopus microsporus var. microsporus Tiegh, Rhizopus nigricans Ehrenb. Rhizopus stolonifer var. stolonifer (Ehrenb.) Vuill, Rhizopus nodosus Namysl, Rhizopus oryzae Went & Prins. Geerl, Rhizopus sp. Ehrenb, Rhizopus stolonifer (Ehrenb.) Vuill.

Segundo Index Fungorum foram apresentados 158 fungos, genero da especie Rhisopus sp. em literatura: Rhizopus acetoinus Kitahara & S. Fukui 1950, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus);Mucorales, Rhizopus achlamydosporus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus acidus Yosh. Yamam. 1925; Mucorales, Rhizopus albus M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus alpinus Peyronel 1913, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus americanus (Hesselt. & J.J. Ellis) R.Y. Zheng, G.Q. Chen & X.Y. Liu 2000, (also see Species Fungorum: Rhizopus americanus);Mucorales, Rhizopus angulisporus (Saito) Naumov 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus apiculatus McAlpine1902; Mucorales, Rhizopus arrhizus sensu Cunningham, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus arrhizus A. Fisch. 1892; Mucorales, Rhizopus arrhizus var. arrhizus A. Fisch. 1892, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus arrhizus var. delemar (Wehmer & Hanzawa) J.J. Ellis 1984; Mucorales, Rhizopus arrhizus var. delemar (Wehmer & Hanzawa) J.J. Ellis 1985, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. delemar); Mucorales, Rhizopus arrhizus var. rouxii (Calmette) J.J. Ellis 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus arrhizus var. rouxii (Calmette) J.J. Ellis 1985, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus arrhizus var. tonkinensis (Vuill.) R.Y. Zheng & X.Y. Liu 2007, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. tonkinensis); Mucorales, Rhizopus artocarpi Racib. 1900, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus artocarpi (Berk. & Broome) Boedijn 1959, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus artocarpi var. artocarpi Racib. 1900; Mucorales,
Rhizopus artocarpi var. luxurians J. Schröt. 1886; Mucorales,
Rhizopus azygosporus G.F. Yuan & S.C. Jong 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. azygosporus); Mucorales,
Rhizopus bahrnensis Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus bankul Hanzawa1912; Mucorales, Rhizopus batatas Nakaz. 1909, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus betivorus Nevod. 1928, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus boreas Yosh. Yamam. 1925, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus bovinus J.F.H. Beyma 1931, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis); Mucorales, Rhizopus caespitosus Schipper & Samson 1994, (also see Species Fungorum: Rhizopus caespitosus); Mucorales, Rhizopus cambodja (Chrząszcz) Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus candidus M. Yamaz. 1918; Mucorales, Rhizopus chinensis Saito 1904, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis): Mucorales, Rhizopus chinensis var. chinensis Saito 1904; Mucorales
Rhizopus chinensis var. chungyuen Wai 1964, (also see Species Fungorum: Actinomucor elegans); Mucoraceae, Rhizopus chinensis var. liquifaciens Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis); Mucorales, Rhizopus chinensis var. rugosporus Nakaz. 1913; Mucorales, Rhizopus chinensis var. rugulosus Hanzawa 1913, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus chiuniang M. Yamaz. 1919, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus chiuniang var. chiuniang M. Yamaz.
1919; Mucorales, Rhizopus chiuniang var. isofermentarius Y. Takeda1906; Mucorales, Rhizopus chlamydosporus Boedijn 1959, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus chungkuoensis M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus chungkuoensis var. chungkuoensis M. Yamaz. 1918; Mucorales, Rhizopus chungkuoensis var. isofermentans Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales Rhizopus circinans Tiegh. 1878; Mucorales, Rhizopus cohnii Berl. & De Toni 1888, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus culmorum (Feltgen) Höhn. 1906; Mucorales, Rhizopus cuprea Rick 1906; Mucorales, Rhizopus delemar (Boidin) Wehmer & Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. delemar); Mucorales, Rhizopus delemar var. delemar (Boidin) Wehmer & Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. delemar); Mucorales, Rhizopus delemar var. minimus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus delemar var. multiplicisporus Inui, Y. Takeda & Lizuka 1965, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus echinatus Tiegh. 1878; Mucorales, Rhizopus elaeospora Sacc. & Fairm. 1906; Mucorales, Rhizopus elegans Eidam 1884, (also see Species Fungorum: Actinomucor elegans); Mucoraceae, Rhizopus equinus Costantin & Lucet 1903; Mucorales, Rhizopus equinus var. annamensis N. Bernard 1914; Mucorales, Rhizopus equinus var. equinus Costantin & Lucet 1903; Mucorales, Rhizopus formosaensis Hanzawa 1913, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus fructicola (Corda) Berl. & De Toni 1888; Mucorales, Rhizopus fusiformis C.O. Dawson & Povah 1929, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus hallerianus Rivolta 1884; Mucorales, Rhizopus hangchow M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus homothallicus Hesselt. & J.J. Ellis 1962, (also see Species Fungorum: Rhizopus homothallicus); Mucorales, Rhizopus homothallicus var. homothallicus Hesselt. & J.J. Ellis 1962, (also see Species Fungorum: Rhizopus homothallicus); Mucorales, Rhizopus homothallicus var. indicus B.S. Mehrotra 1967, (also see Species Fungorum: Rhizopus homothallicus); Mucorales, Rhizopus humilis M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus intermedius Amadori 1934; Mucorales, Rhizopus japonicus Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus japonicus var. angulisporus Saito 1907, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus japonicus var. japonicus Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus javanicus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus javanicus var. javanicus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus javanicus var. kawasakiensis Y. Takeda & Takam.{?} 1949, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus javensis (Boedijn) Milko 1968, (also see Species Fungorum: Rhizopodopsis javensis); Mucoraceae, Rhizopus kasanensis Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus konsho Yosh. Yamam. 1925, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales Rhizopus lendneri Zurikoff{?} 1919; Mucorales, Rhizopus liquefaciens M. Yamaz. 1918; Mucorales, Rhizopus liquifaciens M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus arrhizus); var. Mucorales, Rhizopus lutescens Naumov 1935; Mucorales, Rhizopus lyococcus (Ehrenb.) G.Y. Liou, F.L. Lee, G.F. Yuan & Stalpers 2007, (also see Species Fungorum: Rhizopus lyococcus); Mucorales, Rhizopus maydis Bruderl. 1917, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus megasporus Boedijn 1959; Mucorales, Rhizopus microsporus Tiegh. 1875; Mucorales, Rhizopus microsporus var. azygosporus (G.F. Yuan & S.C. Jong) Schwertz, Villaume, Decaris, Percebois & Mejean 1997; Mucorales, Rhizopus microsporus var. azygosporus (G.F. Yuan & S.C. Jong) Schwertz, Villaume, Decaris, Percebois & Mejean 1997; Mucorales, Rhizopus microsporus var. azygosporus (G.F. Yuan & S.C. Jong) R.Y. Zheng 2007, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. azygosporus); Mucorales, Rhizopus microsporus var. chinensis (Saito) Schipper & Stalpers 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis); Mucorales
Rhizopus microsporus var. microsporus Tiegh. 1875, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. microsporus); Mucorales,
Rhizopus microsporus var. oligosporus (Saito) Schipper & Stalpers 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. oligosporus); Mucorales, Rhizopus microsporus var. pseudochinensis (M. Yamaz.) R. Prakash & A.K. Sarbhoy 1993, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis (Cohn) Schipper & Stalpers 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus microsporus var. tuberosus R.Y. Zheng & G.Q. Chen 1998, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. tuberosus); Mucorales, Rhizopus minimus Tiegh. 1875; Mucorales, Rhizopus mochi Yosh. Yamam. 1925, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus necans Massee 1898; Mucorales, Rhizopus niger (Ciagl. & Hewelke) Gedoelst 1902; Mucorales,
Rhizopus nigricans Ehrenb. 1821, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus nigricans var. luxurians J. Schröt. 1886; Mucorales, Rhizopus nigricans var. minor C.N. Jensen 1912; Mucorales, Rhizopus nigricans var. minutus Chaudhuri & Sachar 1934; Mucorales, Rhizopus nigricans var. nigricans Ehrenb. 1821; Mucorales, Rhizopus nigricans var. verticillatum Demelius 1916, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus niveus M. Yamaz. 1919, (also see Species Fungorum: Rhizopus niveus); Mucorales, Rhizopus nodosus Namysl. 1906, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus norvegicus Hagem 1908, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus oligosporus Saito 1905, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. oligosporus); Mucorales, Rhizopus oligosporus var. glaber Nakaz. 1913, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus oligosporus var. glaber M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus oligosporus var. oligosporus Saito 1905, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. oligosporus); Mucorales, Rhizopus olivacellus (Speg.) Naumov 1935; Mucorales, Rhizopus oryzae Went & Prins. Geerl. 1895, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus oryzae var. araneosus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus oryzae var. oryzae Went & Prins. Geerl. 1895, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus parasiticus (Lucet & Costantin) Lendn. 1908, (also see Species Fungorum: Rhizomucor pusillus); Lichtheimiaceae, Rhizopus peka Y. Takeda 1924, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus pestis-bovinae Hallier 1873; Mucorales, Rhizopus pseudochinensis M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus pseudochinensis var. pseudochinensis M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus pseudochinensis var. thermosus Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis); Mucorales, Rhizopus pusillus Naumov 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus pygmaeus Naumov 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. chinensis); Mucorales, Rhizopus rachidis Pat. 1906; Mucorales, Rhizopus ramosus Zopf 1890, (also see Species Fungorum: Lichtheimia ramosa); Lichtheimiaceae, Rhizopus Moreau 1913; Mucorales, Rhizopus reflexoides Philippow 1926; Mucorales, Rhizopus reflexus Bainier 1880, (also see Species Fungorum: Rhizopus lyococcus); Mucorales, Rhizopus rhizopodiformis (Cohn) Zopf 1890, (also see Species Fungorum: Rhizopus microsporus var. rhizopodiformis); Mucorales, Rhizopus salebrosus M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus salebrosus var. instriatis Y. Takeda 1928, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus salebrosus var. instriatus Y. Takeda 1928; Mucorales, Rhizopus salebrosus var. salebrosus M. Yamaz. 1918, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus schipperae Weitzman, McGough, Rinaldi & Della-Latta 1996, (also see Species Fungorum: Rhizopus schipperae); Mucorales, Rhizopus schizans McAlpine 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus semarangensis Y. Takeda 1935, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus sexualis (G. Sm.) Callen 1940, (also see Species Fungorum: Rhizopus sexualis); Mucorales, Rhizopus sexualis var. americanus Hesselt. & J.J. Ellis 1962, (also see Species Fungorum: Rhizopus americanus); Mucorales, Rhizopus sexualis var. sexualis (G. Sm.) Callen 1940, (also see Species Fungorum: Rhizopus sexualis); Mucorales, Rhizopus shanghaiensis M. Yamaz. 1919, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus sinensis Saito 1904; Mucorales, Rhizopus sontii Reddi & Subrahm. 1977, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus speciosus (Oudem.) Lendn. 1908; Mucorales, Rhizopus stolonifer (Ehrenb.) Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus stolonifer var. luxurians J. Schröt. 1886; Mucorales, Rhizopus stolonifer var. lyococcus (Ehrenb.) Stalpers & Schipper 1984, (also Rhizopus stolonifer var. lyococcus (Ehrenb.) Stalpers & Schipper 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus lyococcus); Mucorales, Rhizopus stolonifer var. stolonifer (Ehrenb.) Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus suinus N. Nielsen 1929, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus Mucorales,); Rhizopus suinus f. sterilis N. Nielsen 1929, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus suinus f. suinus N. Nielsen 1929, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus tamari Saito 1907; Mucorales, Rhizopus tanekoji Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus thermosus Yosh. Yamam. 1925, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus tonkinensis Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. tonkinensis); Mucorales, Rhizopus tritici Saito 1904, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus trubini Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, Rhizopus umbellatus A.L. Sm. 1901, (also see Species Fungorum: Lichtheimia corymbifera); Lichtheimiaceae, Rhizopus usamii Hanzawa 1912, (also see Species Fungorum: Rhizopus arrhizus var. arrhizus); Mucorales, O fundo possui a seguinte posição taxonômica: Reino Fungi, Divisão Zygomycota, Ordem Mucolares e Família Mucoraceae descritas em literatura (Index Fungorum, 2010).

Sobre o fungo Rhizopus stolonifer foram catalogas quatro espécies, Rhizopus stolonifer (Ehrenb.) Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, Rhizopus stolonifer var. luxurians J. Schröt. 1886; Mucorales, Rhizopus stolonifer var. lyococcus (Ehrenb.) Stalpers & Schipper 1984, (also see Species Fungorum: Rhizopus lyococcus); Mucorales, Rhizopus stolonifer var. stolonifer (Ehrenb.) Vuill. 1902, (also see Species Fungorum: Rhizopus stolonifer); Mucorales, segungo Index Fungorum (2010).

O fundo possui a seguinte posição taxonômica: Reino Fungi, Divisão Zygomycota, Ordem Mucolares e Família Mucoraceae descritas em literatura (Index Fungorum, 2010).

A incidência de Rhizopus sp. é elevada em vários frutos como: Tomateiro (Silveira, 2001), ataca flores recém abertas e frutos novos de maracujazeiro (Bomfim , 2007), sementes de mamona (Rodrigues e Bringel, 2006), ameixa e nectarina (Packer, 2005), morango, abobrinha, mandioca, mamão (Bergamin Filho et al, 1995).

Este fungo pode causar alergia e doença, essa por sua vez chamada de zigomicoze (Vidoto, 2004) em humanos e podem colocar em risco sementes e insumos.

O controle desse fungo envolve algumas medidas, como evitar o contato dos frutos com o solo, através do uso de cobertura morta ou lona plástica; promover a colheita nas primeiras horas da manhã; providenciar, após a colheita, a imediata estocagem dos frutos em ambiente refrigerado (5°C); manusear cuidadosamente os frutos durante as operações de colheita, transporte e estocagem; separar e descartar os frutos infectados encontrados durante a colheita, o transporte e o armazenamento (Bergamin Filho et al, 1995).

Segundo Hanson, L.E.(2010) Nos últimos anos, os produtores em Michigan e outras áreas de produção de beterraba de açúcar dos Estados Unidos relataram aumento da incidência da podridão de raiz com a coroa pouco ou nenhum sintoma foliar em beterraba com Rhizoctonia coroa e apodrecimento das raízes. Além disso, beterraba Rhizoctonia resistentes têm sido relatados com maiores níveis de doença do que o esperado. Ao analisar a beterraba com podridão radicular de Rhizoctonia em Michigan, um grande número de raízes da amostra tiveram um patógeno da podridão de raiz segundo potencial, Rhizopus stolonifer. As condições de cultivo em geral, não foram propícias para a produção de doença por esse agente sozinho, por isso, investigamos o potencial de interação entre estes dois patógenos. Em casa de vegetação, quatro das cinco variedades de beterraba sacarina apresentaram sintomas mais severos da podridão da raiz, quando inoculadas com ambos os patógenos que quando inoculadas com o patógeno ou sozinho. Este sinergismo ocorreu sob condições que não eram propícias para a produção de doença por R. stolonifer. A resistência a Rhizoctonia coroa e podridão de raízes reduziram a severidade da doença, mas foi insuficiente para controlar a doença quando ambos os patógenos presentes. Isto levanta preocupações sobre o diagnóstico correto da doença e práticas de gestão e indica um complexo de podridão de raízes pode ser importante na beterraba sacarina, em Michigan.

Doenças fúngicas causam consideráveis perdas pós-colheita em frutos de tomateiro (Lycopersicon esculentum Mill.) (Arinze, 1986; Ceponis et al., 1986), podendo atingir até 20% na fase de comercialização (Onesirosan & Fatunla, 1979). Essas doenças são causadas principalmente por fungos encontrados nos ambientes de seleção e embalagem, locais de transporte e armazenamento dos frutos (Ceponis & Butterfield, 1979). Espécies do gênero Fusarium Link.:Fr., Geotrichum candidum Link. ex Pers. e Rhizopus stolonifer (Ehrenb.:Fr.) Vuill. têm sido relatadas como predominantes entre os agentes de doenças pós-colheita em frutos de tomateiro, principalmente em regiões tropicais durante a fase de comercialização (Arinze, 1986; Olandiran & Iwu, 1993). Esses patógenos requerem ferimentos para penetração no hospedeiro e causam perdas quantitativas importantes ao induzirem o aparecimento de lesões de evolução rápida e que resultam no apodrecimento completo dos frutos (Lopes & Santos, 1994; O'Brien et al., 1994).

As perdas pós-colheitas do mamão podem ter causas diversas, dentre as quais destacan-se as doenças, onde as ocasionadas por fungos ocorrem com mais freqüência e atividade. Dentre os mais sérios problemas ocasionados por esse fitopatógenos está a podridão dos frutos que causam considerável prejuízos na fase de comercialização, principalmente para frutas destinadas a exportação. Essas podridões são resultantes da colonização dos tecidos do fruto por um complexo de fungo, sendo Rhizopus stolonifer um dos principais agentes (EMBRAPA, 2007).

Pesquisa feita por GOMES et al. (2006), constataram o aparecimento do fungo Rhizopus em sementes de amendoim comercializada em bairros de Maceió, AL.

Detectaram a incidência de Rhizopus sp. em análise sanitária de sementes de mamona em regime de luz contínua. O fungo Rhizopus sp. foi encontrado em sementes e materiais empregados no artesanato; foi relatado que este pode causar alergias humanas e coloca em risco a biodiversidade de insumos e sementes do Brasil (Felix & Resende, 2006).

BOMFIM (2006) avaliou o antagonismo in vitro dos isolados Trichoderma sp. visando o controle do Rhizopus sp., e o autor verificou que todos os tratamentos tiveram potencialidade para o controle do Rhizopus sp. (BOMFIM et al., 2006).

Os fungicidas befenil e fenilbenzeno que são utilizados na proteção de frutas para exportação reduzem grandemente a incidência de podridões causadas por Rhizopus sp. (GALLI et al., 1978). E ainda o fungicida ortofenilfenato de sódio é facilmente solúvel em água, e ainda possui relativa baixa toxidade para animais. É indicado no controle das podridões causadas por Rhizopus em cereja (GALLI et al., 1978).

Foi realizado em Cuiabá, MT, amostragens de grãos de soja comercializadas em supermercados, e nestas avaliou-se a incidência de microrganismos, sendo detectados nas sementes a incidência de Rhizopus sp. (KOBAYASTI et al., 2006).

O objetivo desse trabalho é apresentar aspectos gerais e morfológicos de Rhizopus sp.

MATERIAS E MÉTODOS

O trabalho foi Realizado no Laboratório de Microbiologia do Instituto Federal Goiano campus Urutaí.

Os propágulos do fungo foram retirados de uma folha de salsa coletada no Instituto Federal Goiano.

Foram colocados esses propágulos em uma placa de petri com meio de cultura Ágar - água, seu crescimento é três dias, foi feito o método de pescagem, onde com uma pinça de pontas finas esterilizada, coletou-se um pouco desse material e depositou-se numa lâmina esterilizada contendo uma gota de fixador a base de azul de metileno e colocando uma lamínula esterelizada por cima. Retirou-se o excesso de fixador com papel higiênico, após essa retirada foi feito a vedação com esmalte e levou esta lamina para o microscópio ótico. Após observa os detalhes no microscópio, fazer a comparação deste fungo com as literaturas. Nesse trabalho o fungo identificado pertenceu ao gênero Rhizopus sp..

Foram realizados para esse trabalho macrofotografias no microscópio estereoscópico (lupa) e microfotografias no microscópio ótico, utilizando câmera digital Canon^® modelo Power Shot A580 e câmera digital Sony modelo Cyber- Shot 7.2 Mega Pixels.

As fotos foram editadas fotos no PowerPoint para montagem da prancha, onde foi feito cortes para retirada de parte inútil das fotos, feita os cortes em todas as fotos foram em papel A4 para fazer a montagem, também foi feito marcação das fotos por letras e colocado a barra de escala para medição do esporangióforo e aplanósporo, feito isso foi agrupado as fotos e copiado essas para o Word.

As medidas foram realizadas no microscópio ótico usando ocular micrométrica e depois que as medidas foram feitas, converter para 2,5μm e fazer as contas para obter as medidas certas.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Figura 1. Aspectos morfológicos de Rhizopus stolonifer. A. Frutificações B. Rizóide dando origem a três esporangióforos, C. Rizóide e Esporângio, D. Esporangióforo, E. Rizóide, F. Esporângio Intacto (barr=9,95μm), G. Esporângio rompido (barr=5,57μm), H. Esporângio e aplanósporos, I. Aplanósporos (barr=2,73μm).

Descrição micológica

O gênero Rhizopus apresenta grande velocidade de crescimento em placa de petri pois recobre toda placa em 3 dias . Á olho nu são apresentados vários esporângios, que se assemelham a uma cabeça de alfinete, apresentam micélio bem desenvolvido branco volumoso, hifas cenocíticas, seus esporângios são escuros contendo vários esporos (Figura 1A). O rizóide fica submerso no meio de cultura e apresenta três e duas ramificações de esporangióforo (Figura 1B e 1C). O rizóide é um elemento de fixação e pode ramificar em até três esporangióforo (Figura 1D). Os rizóides podem apresentar muitas e poucas ramificações (Figura 1E). Esporângio globoso intacto (barr=9,95μm), (Figura 1F). Um esporângio rompido sem esporos (barr=5,57μm), (Figura 1G). Um esporângio possui formato globoso e no seu interios contém aplanósporos.

(Figura 1H). Os aplanósporos assexuados (esporangiósporo), são esféricos a ovais e de coloração castanha, limoniforme, elípticos é amerosseptados (barr=2,73μm).. (Figura 1I).

Foram feitas dez medições para obtenção do menor, maior e média do conidióforo e também as medidas do diâmetro do menor, maior e média do conídio, sendo essas medidas do conidióforo depois de convertido em menor: comprimento de 10 μm, maior 9,5 μm e média 19,9 de comprimento, o conídio tem medidas de diâmetro, menor 0,975, maior 1,25 e média 0,75.

LITERATURA CITADA

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BOMFIM, P.M., SÃO JOSÉ, A.R., REBOUÇAS T.N.H., NOVAES, Q.S.DE., MATOS, M.A., Antagonismo in vitro de Trichoderma ssp. A Rhizopus stolonifer. Fitopatologia Brasileira 319(suplemento): 321 2006.

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VIDOTTO, V. Manual de micologia Médica, Ribeirão Preto, SP; tecmed, 2004.

ASPECTOS GERAIS E MORFOLÓGICOS DE Pseudocercospora Musae , Guilherme Rodrigues Araujo, Milton L. da Paz Lima

ASPECTOS GERAIS E MORFOLÓGICOS DO FUNGO Penicillium sp.

Charles Pereira de Sousa e Milton L. Paz Lima
Acadêmico do curso de Tecnologia em Gestão Ambiental
Professor da disciplina de Microbiologia


1. INTRODUÇÃO
Durante muito tempo, os fungos foram considerados como vegetais e, somente a partir de 1969, passaram a ser classificados em um reino à parte (Reino Fungi). Os fungos apresentam um conjunto de características próprias que permitem sua diferenciação das plantas: não sintetizam clorofila, não tem celulose na sua parede celular, exceto alguns fungos aquáticos e não armazenam amido como substância de reserva, a presença de substâncias quitinosas na parede da maior parte das espécies fúngicas e a sua capacidade de depositar glicogênio os assemelham às células animais.
O gênero Penicillium possui forma anamorfica (fases assexuadas ou mitótica) de ascomicetos classificados na família Trichomaceae, Ordem Eurotialees, de divisao insertae sedis, grupo dos fungos mitospóricos, sub-grupo hifomicetos. Este gênero é caracterizado pela produção de fiálides e conídios em cadeias secas (International Commission on Microbiological Specifications for Foods, 1996).Fiálides são células especializadas em produzir propágulos vegetativos, isto é, conídios. Os conídios são formados por mitose e podem surgir diretamente das vesículas (unisseriados) ou são produzidos em uma segunda camada de células,chamadas de “métulas” (bisseriados), sendo ambas -fiálides e métulas- formadas simultaneamente.(Sara Maria Chalfoun. et al 2003).
O fungo Penicillium sp possui forma teleomórfica (sexuais) pertencente a divisão ascomicota grupo dos fungos trichomaceae, ordem Eurotiales classe Eurotiomycetes sub-classe Eurotiomycetidae.(Index Fungorum 2010). São fungos conidiais sapróbios muito comuns, agentes dos mofos ou bolores azuis que ocorrem em diferentes substratos o Penicillium e o agente causador de bolores em citrus, podridões de fruto muito comuns na fase de pós-colheita. (Kimati et al., 1978). São patógenos fracos que atacam órgãos de reserva, como sementes e frutos e podem produzir micotoxinas em sementes, as espécies de Penicillium têm suas fases teleomórficas nos gêneros Talaromices e Eupenicillium. O ascoma e cleistotecial, com os ascos esparramados na sua cavidade, sem formar himênio. Os ascos são arredondados e sua parede se decompõe quando os ascósporos amadurecem.(Armando Bergamin Filho . et al 1995).
O fungo Penicillium sp., é conhecido como o fungo dos bolores, bolor verde ou azul é uma característica específica dos gêneros Penicillium e Aspergillus, essa e a única estrutura que pode ser vista a olho nu.Algumas espécies de Penicillium sp.têm grande valor econômico sendo utilizados na produção de queijos e vinhos. Penicillium glaucum é um bolor que é utilizado na elaboração de vários tipos de queijos incluindo o queijo francês Bleu, Fourme d'Ambert, Gorgonzola e Stilton.O Penicillium sp.candida é um bolor, muito utilizado na fabricação de vários tipos de queijo, nomeadamente o Brie e o Camembert (de onde provém o nome desta espécie).Penicillium roqueforti é um vulgar fungo saprófito, que aparece na natureza e pode ser isolado do solo, degradando substâncias orgânicas e partes vegetais. A principal utilização industrial deste fungo é a produção de queijos azuis, como o Roquefort, agentes aromatizantes, antifúngicos, polissacarídeos, proteases e outras enzimas. (Wikipédia 2010).
O genero Pecillium sp, e muito utilizado para fins farmacêuticos pois ele produz micotoxinas que destroem algumas espécies de bactérias.
A maior descoberta genética a respeito desse fungo foi a capacidade de produzir a penicilina, descoberta em 1928 por Alexander Fleming . A descoberta aconteceu enquanto o pesquisador trabalhava num hospital de Londres, na Inglaterra, em busca de uma substância que pudesse ser usada no combate a infecções bacterianas (causadas por bactérias). Fleming havia trabalhado como médico em hospitais militares durante a Primeira Guerra Mundial e, por isso, sabia o quanto era urgente produzir esse medicamento. Alexander fazia o que os cientistas chamam de meios de cultura, ou seja implantava bactérias em placas de petri contendo nutrientes essenciais para o desenvolvimento dessas colônias bacterianas. Um dia, o pesquisador saiu de férias e esqueceu, em cima da mesa no laboratório, placas de cultura de uma bactéria responsável, na época, por graves infecções no corpo humano: a Staphylococcus aureus, ao retornar semanas depois percebeu que havia uma espécie de mofo nos arredores da placa, Fleming estava prestes a lavar as placas , quando Merlin Pryce, seu antigo assistente, entrou no laboratório e lhe perguntou como iam suas pesquisas. Fleming apanhou novamente as placas para explicar alguns detalhes e então percebeu que, em uma das placas, havia uma área transparente ao redor do mofo, indicando que não havia bactérias naquela região, ou seja o mofo do fungo estava secretando uma substancia que matava as bactérias. Devido às dificuldades de se produzir penicilina em quantidade suficiente para ser usada no tratamento de pacientes, inicialmente, a descoberta de Fleming não despertou maior interesse na comunidade científica. Foi somente com a eclosão da Segunda Guerra Mundial, em 1939, que dois cientistas, Howard Florey e Ernst Chain, retomaram as pesquisas e conseguiram produzir penicilina com fins terapêuticos em escala industrial. Assim, estava inaugurada uma nova era para a medicina - a era dos antibióticos. Por suas pesquisas, Fleming, Florey e Chain receberam, em 1945, o Prêmio Nobel de medicina. (WiKIPÉDIA 2010).
Dentre 2140 registros de ocorrência do hospedeiro que apresentava em seu tecido Penicillium sp., cerca de 90 registros sobre a cultura do milho (Zea mays L.) e 30 na nogueira-pecã (Carya illinoensi K). E dentre as várias espécies de citros à que mais apresentou hospedeiros foi o Citrus sp. Cerca de 40 espécies de Penicillum sp. foram registradas em hospedeiros no Brasil (Index Fugorum, 2010; Embrapa, 2010).


2. MATERIAIS E MÉTODOS

Os propágulos do fungo foram retirados de uma caixa gerbóx com papel no fundo umidecido com água destilada, para favorecer o crescimento do fungo, o trabalho foi desenvolvido no laboratório de biologia vegetal do Instituto Federal Goiano Campus Urutaí. Para retirada do micélio do fungo foram utilizados: lâmina, lamínula, corante para fixação (ácido acético, glicerina e água destilada), alça de platina e agulha de seringa para realizar a pescagem direta e lamparina para esterilização da alça de platina e lâmina processo que chamamos de flambagem. A flambagem é utilizada para a esterilização, coloca-se a alça de platina na chama até apresentar coloração vermelha o que significará que não existe mais nenhum ser vivo em sua superfície, para esterilizar a lâmina é necessário realizar movimentos de um lado para outro passando a lâmina sobre o fogo para evitar que ela superaqueça e venha a ser danificada. Após ser preparada lâmina foi levada ao microscópio ótico para a visualização microscópica do fungo, o objetivo era visualizar a estrutura reprodutiva do fungo identifica-lo e tirar fotografias, para fotografar o fungo foi utilizado duas câmaras (Cyber-shot, Sony Effective 7.2 Mega pixels, High sensitivity ISO 1250 2.5”LCD monitor, e Cânon, modelo Powershot SD750 7.1 mega pixels”.). O microscópio ótico possui objetivas de 5x, 50 vezes o tamanho do objeto de estudo, 10x, 100 vezes maior, 40x, 400 vezes maior e objetiva de 100x, 1000 vezes o tamanho do fungo.
Para a identificação do fungo utilizou-se o Manual de Fitopatologia Volume1, e a contribuição do Professor Doutor Milton Luiz da Paz Lima, que auxiliou os acadêmicos do curso de Tecnologia em Gestão Ambiental do Instituto Federal Goiano Campus Urutaí na identificação de fungos.



3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

DESCRIÇÃO MICOLÓGICA:

Figura A: formação de bolor verde, estrutura que pode ser vista a olho nu. Figura B: aspectos morfológicos de Penicillium sp. Figura C: estrutura do fungo no formato de uma vassoura com ramificações. Figura D: conidióforo e célula cnidiogênica. Figura E: conídio e conidióforo.

Descrição Micológica:

O fungo apresenta conidióforo que ramifica-se na forma de um micélio simples e/ou de um sinênio e a olho nú pode apresentar bolor verde oliva (Fig. A). O conidióforo é ramificado e no final apresenta células conidiogênicas fialídicas agrupadas e ramificadas. Os conídios podem ser denominados de fialósporos, e possuem colocação hialina ou colorida quando agrupados (bolor verde). Conidióforos longos ramificando-se na parte terminal são hialinos, eretas, ramificados, possuem 2-3 ramificações, as fiálides (Fig. 1BC) são ramificadas e são agregadas, compactas, compostas por cadeias (catenulação) (Fig. 1EF) de massas conidiais, fiálides afinando gradualmente ou cilíndricas com extremidades pontiagudas (falcadas) (Fig. 1E). Os conidióforos (sinêmio) apresentam largura 120-220 µm, e na ramificação primária apresentam dimensões de 10-12,5 x 2,5 µm (Watanabe, 1993). Conídios fialósporos, catenulados, hialinos ou castanho-amarelado, produzidos em massa, possuem forma esférica, elíptica ou oval, são unicelulares, lisos ou de superfície equinulada. Os conídios possuem as dimensões de 2,7-3,5 x 2,2-2,3 µm (Watanabe, 1993). A massa de conídios com coloração esverdeada comportamento também verificado por Kimati et al., (1978).

LITERATURA CITADA.

BERGAMIN FILHO, A., KIMATI H; AMORIM L. Manual de Fitopatologia: Princípios e conceitos, 3 ed., Editora agronômica Ceres, São Paulo SP, 1995.

KIMATI, H. Fungos. In: GALLI, F., TOKESHI, H., CARVALHO, P.C.T.,BALMER, T.L., CARDOSO, C.O.N., SALGADO, C.L., KUGNER, T.L., CARDOSO, E.J.V.B., BERGAMIM FILHO, A.. Manual de Fitopatologia. Editora Agronômica Ceres, 2 ed. São Paulo,SP, 1978.

WIKIPÉDIA, disponível em: http://pt.wikipedia.org/wiki/Penicilina, acessado em 28 de Junho de 2010.

WIKIPÉDIA, disponível em: http://pt.wikipedia.org/wiki/Alexander_Fleming, acessado em 29 de junho de 2010.

EMBRAPA, disponível em: http://pragawall.cenargen.embrapa.br/aiqweb/mi chtml/fgbd01.asp#P, acessado em 15 de abril de 2010.

CHAUFOUN . S.M & BATISTA L.R., Fungos associados a frutos e grãos do café, Aspergillus & Penicillum 2003.

ASPECTOS GERAIS E MORFOLÓGICOS DE Puccinia sorghi

Eduarda Raíssa Silveira Veiga e Milton L. Paz Lima
Acadêmica do curso de Tecnologia em Gestão Ambiental
Professor da disciplina de Microbiologia

1.INTRODUÇÃO

O trabalho que se segue apresentará informações sobre o fungo Puccinia sorghi, primeiramente descrito no ano de 1832 por Schwein, encontrado nas folhas de milho (Zea mays),no herbário do Instituto Federal Goiano-Campus Urutaí. (índex fungorum, outubro 2010)
O fungo pertence ao domínio Eukaryota, Reino Fungi, subreino Dikarya, filo Basidiomycota, subfilo Pucciniomycotina, classe Urediniomycetes, ordem Uredinales, família Pucciniaceae, gênero Puccinia.( zipcodezoo, outubro 2010).
Baseado em conhecimentos adquiridos durante as aulas do professor Milton Luiz da Paz Lima, foi possível constatar que os fungos pertencentes à divisão dos Basidyomicetos possuem forma teleomórfica (sexuada).
Na pesquisa realizada, não foram encontrados relatos da aplicação deste fungo na indústria farmacêutica e gastronômica e também não se encontrou informações a respeito da produção de toxinas por parte deste.
Denominado popularmente de Ferrugem Comum,o fungo Puccinia sorghi é a menos severa das ferrugens decorrentes em milho.Por ser antiga e bastante conhecida em todo país,proporcionou amplas possibilidades para a triagem de genótipos resistentes.(H.Kimati et al, 1995)
A doença é favorecida por temperaturas baixas, e alta umidade relativa do ar e tem maior relevância na região Sul do Brasil.(H.Kimati et al, 1995)
A doença caracteriza-se por uma saliência elíptica e alongada em ambas faces da folha,com produção de uredósporos de coloração marrom-canela.No decorrer do tempo,as pústulas tornam-se mais escuras,em conseqüência do desenvolvimento de teliósporos (esporos sexuais).(H.Kimati et al, 1995)
Nas folhas é habitual a ocorrência de pústulas, em linhas transversais, resultante do contato entre o inoculo e a folha, quando esta ainda se encontrava enrolada no cartucho.(H.Kimati et al, 1995 )
Segundo H.Kimati et al, os uredósporos produzidos possuem formato esférico a elipsóide, de coloração canela, com superfície levemente equinulada,medindo de 21-30 x 24-33 µm.Os uredósporos germinam por meio de poros germinativos equatoriais.Os Teliósporos desenvolvem-se em pústulas mais velhas,são bicelulares,apresentam coloração marrom escura,atingindo até duas vezes o tamanho dos uredósporos.
O patógeno também infecta espécies de trevo, do gênero Oxalis, nas quais desenvolve écios e eciósporos, que servem de inóculo para a cultura do milho.(H.Kimati et al, 1995 )
Para controle desse patógeno recomenda-se o uso de cultivares resistentes e o plantio em épocas desfavoráveis ao desenvolvimento da doença.(H.Kimati et al, 1995 )
A nomenclatura atual da ferrugem do milho é Puccinia apresentando como sinonímias Aecidium oxalidis descrito por Thüm., (1876), Dicaeoma sorghi descrito por (Schwein.) Kuntze, e publicado na Revis. gen. pl. (Leipzig) 3(2) (1898), Puccinia maydis descrito por Berenger,publicado em Atti Ruin. sc. ital. 6: 475 (1844), Puccinia zeae descrito por Berenger, (1851), Tilletia epiphylla descrito por Berk. & Broome. (index fungorum, outubro 2010).

Além do Brasil, houve relatos de Puccinia sorghi em milho, na Austrália, Argentina, Bolívia, Brasil, Colômbia, Canadá, Costa Rica, Cuba, República Dominicana, Florida, Guatemala, Havai, Honduras, Indonésia, Jamaica, Japão, México, Nicarágua, Panamá, Filipinas, Porto Rico, África do Sul, Taiwan, Tailândia, Texas, Trindade, Tobago, Venezuela, entre outros países (Farr & rossman, 2010).


2. MATERIAIS E MÉTODOS

Os propágulos do gênero Puccinia sorghi foram retirados de folhas do milho(Zea mays) do herbário do laboratório de Microbiologia do Instituto Federal Goiano Campus- Urutaí.
O processo se inicia na captura da folha contaminada, no microscópio estereoscópico (lupa) foi observado a localidade do fungo na folha, e depois de encontrada, os folículos foram removidos através do processo de raspagem com uso de uma agulha de metal previamente esterilizada no bico de Bunsen, no processo de flambagem.
A lâmina semi-permanente para a análise dos folículos foi preparada inicialmente flambando-a no bico de bunsen, em seguida foram depositadas no seu centro duas gotas do corante Fucsina de coloração rosa. Após esse processo foram colocados os propágulos sobre as gotas, devidamente macerados com uma pinça esterilizada, a lamínula foi sobreposta ao centro da lâmina. Observou-se um excesso de corante na lâmina, removido com auxílio do papel toalha.
Utilizando o esmalte, a lâmina foi vedada e encaminhada ao microscópio ótico para a análise e identificação das estruturas fúngicas.
No início da observação, utilizou-se a objetiva 4x, no intuito de se localizar em qual região se encontrava as estruturas. Encontradas, partiu-se pro uso de objetivas maiores, primeiro a 10X, e em seguida 40X a fim de conseguir imagens mais detalhadas.
Sob a supervisão do professor Milton Lima, baseado em descrições literárias pôde se identificar as estruturas fungicas pertencentes ao gênero Puccinia sorghi.
Depois de identificado, o fungo foi micro fotografado com a ajuda do docente Milton Lima, usando uma câmera digital Canon® modelo Power Shot A580, e com o auxílio do Photoscape, e do Powerpoint foi confeccionada uma prancha com imagens dos aspectos morfológicos do fungo Puccinia sorghi.

3. Resultados e Discussões

Descrição Micológica

Figura 1. Aspectos morfológicos do fungo Puccinia sorghi
A. Urediniósporos maduros e imaturos, B. superfície equinulada de urediniósporos, C. Urediniósporos imaturos com parede espessa, D. detalhe em maior aumento de urediniósporo imaturo, E. Urediniósporo maduro com forma esférica, F. urediniósporo maduro de formato elíptico.

Referências Bibliográficas

Fitopatologia1, Ferrugem causada por Puccinia sorghi Schw. Incidente em folhas de milho (Zea mays L.), disponível em <>, acessado em outubro de 2010.
Zipcodezoo, Puccinia sorghi, disponível em ,acessado em outubro de 2010.
Index Fungorum, Species Fungorum, disponível em http://www.speciesfungorum.org/Names/SynSpecies.asp?RecordID=194826, acessado em outubro de 2010.
Manual de Fitopatologia, (H.Kimati et al, 1995 )

ASPECTOS GERAIS E MORFOLÓGICOS DO FUNGO Fusarium sp.

Willany Rayany Formiga de Melo1 e Milton L. Paz Lima2
1Acadêmica do curso de Tecnologia em Gestão Ambiental.

2Professor da disciplina de Microbiologia.

Fusarium sp. é um fungo pertencente ao domínio Eukaryota (Whittaker & Margulis, 1978), reino Fungi (Jahn, 1949 Ex R.T Moore, 1980), subreino Dikarya (Hibbett et al., 2007), filo Ascomycota (Bold, 1957 Ex T. Cavalier-Smith, 1998), subfilo Pezizomycotina (Eriksson & K. Winka, 1997), classe Sordariomicetos (Eriksson & K. Winka, 1997), subclasse Hypocreomycetidae (Eriksson & K. Winka, 1997), ordem dos Hypocreales (Engler & Prantl, Eds., 1897), família Nectriaceae (Tul. & C. Tul., 1844), gênero Fusarium (Zipcodezoo, 2010) , classificado e descrito pela primeira vez pelo micólogo alemão Link, em 1809 (Urben et al., 2009). Apresenta em torno de 775 espécies e subespécies (Zipcodezoo, 2010). É fungo cosmopolita, sendo encontrado no solo, ar, plantas e alimentos (Urben et al., 2010).

O Fusarium sp. apresenta espécies anamórficas (Snyder & Hanses, 1940-45) e teleomórficas (Snyder & Tosson, 1965). Alguns exemplos são o anamorfo espisphaeria do teleomorfo Nectria episphaeria, o anamorfo rigidiuscula do teleomorfo Calonectria rigidiuscula nos quais as formas anamórficas e teleomórficas possuem a mesma denominação taxonômica. (Urben et al.,2009).

Esse fungo possui sinonímias como o Fusisporium (Link, 1809), o Pseudomicrocera (Petch, 1921), o Pseudofusarium (Matsush, 1971), e muitos outros (Index Fungorum, 2010).

É um gênero grande de fungos amplamente distribuídos no solo e em associação com plantas. A maioria das espécies são sapróbios inofensivos, absorvendo substâncias orgânicas provenientes de matéria orgânica em decomposição. Abundantes no solo, algumas espécies produzem micotoxinas em cereais que se entrarem na cadeia alimentar podem afetar a saúde humana e animal. As principais toxinas produzidas por Fusarium são fumonisinas e tricotecenos. (Zipcodezoo, 2010).

O gênero inclui uma série de espécies patógenas de vegetais com importância econômica. (Zipcodezoo, 2010). Alguns exemplos são a murcha-de-fusarium ou fusariose, na qual o agente causal é o Fusarium oxysporum f. sp. vasinfectum que se hospeda no algodão (Gossypium malvaceae) causando redução no crescimento e desenvolvimento da planta, murcha de folhas e ramos e perda de folhas e de novas brotações. O podridão-do-pé ou podridão-das-raízes é causada pelo Fusarium solani resultando rachaduras longitudinais, escurecimento dos tecidos e anelamento parcial ou total do talo das plantas de maracujá (Passiflora sp.) especificamente. A giberela ou fusariose ocorre no trigo (Triticum spp.) apresentando sintomas como espiguetas despigmentadas, grãos pequenos, danificados e chochos sendo causada pelo Fusarium graminearum. No tomate (Solanum lycopersicum) , o Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici causa murcha nas folhas, redução do desenvolvimento dos frutos e morte prematura das plantas, sendo uma das doenças mais importantes do tomateiro (Urben et. al., 2009).

Na cevada, ocorre a infecção por ação do Fusarium graminearum. Isto gera um grande impacto econômico para as indústrias de cerveja de malte e cevada, bem como alimentos para animais. A contaminação de Fusarium na cevada pode resultar em giberela (fusariose) e contaminações extremas, a cevada pode aparecer rosa. O genoma deste patógeno de trigo e milho foi seqüenciado. Fusarium graminearum também pode causar apodrecimento das raízes e queima das mudas. As perdas totais nos os EUA de cevada e trigo, culturas, entre 1991 e 1996 foram estimadas em US $ 3 bilhões. (Zipcodezoo, 2010).

Algumas espécies podem causar uma série de infecções oportunistas em seres humanos. Nos seres humanos com sistema imunológico normal, infecções de Fusarium podem ocorrer nas unhas (onicomicose) e na córnea (ceratite micótica ou keratomycosis). Em humanos cujo sistema imunológico está enfraquecido de um modo particular (neutropenia, ou seja, contagem muito baixa do tipo de glóbulos brancos chamados neutrófilos), as infecções de Fusarium podem penetrar no corpo inteiro e na corrente sanguínea (infecções disseminadas) podendo ser causado por membros do complexo Fusarium solani, Fusarium oxysporum, Fusarium verticillioides, Fusarium proliferatum e raramente outras espécies de Fusarium. (Zipcodezoo, 2010). Fusarium venenatum é produzido industrialmente para uso como alimento humano por Marlow Foods Ltd., e é comercializado sob o nome de Quorn na Europa e América do Norte. (Zipcodezoo, 2010).

Vítimas em massa ocorreram na União Soviética nos anos 1930 e 1940, quando a farinha de trigo destinada a confecção de pães foi contaminada com Fusarium que foi cozido no pão, causando aleukia tóxica alimentar com uma taxa de mortalidade de 60%. Os sintomas começaram com dor abdominal, diarréia, vômito e prostração. Dentro de dias febre, calafrios, mialgia e depressão da medula óssea, com granulocitopenia e sepse secundária. Outros sintomas incluindo ulceração da faringe ou laringe e sangramento difuso na pele (petéquias e equimoses), melena, diarréia sanguinolenta, hematúria, hematêmese, epistaxe, sangramento vaginal, pancitopenia e ulceração gastrointestinal. Contaminação por ação do Fusarium sporotrichoides foi encontrada em grãos afetados em 1932, estimulando a investigação para fins medicinais e para uso em guerra biológica. O ingrediente ativo foi encontrado para ser micotoxinas T-2 tricotecenos, e foi produzido em quantidade e em armamento antes da aprovação da Convenção sobre Armas Biológicas, em 1972. Os soviéticos foram acusados de usar o agente, chamado de "chuva amarela", para causar 6300 mortes em Laos, Camboja e Afeganistão, entre 1975 e 1981. (Zipcodezoo, 2010).

Houve um surto de Fusarium oxysporum onde as plantações de coca no Peru foram afetadas, e outras culturas plantadas na área também, então os Estados Unidos propuseram a utilização do agente como um micoherbicida na erradicação das drogas. Em 2000, foi aprovada uma proposta para usar o agente como parte do Plano Colômbia. Em resposta às preocupações que o uso do fungo poderia ser entendido como uma guerra biológica, a Administração Clinton "dispensou" esse uso para o Fusarium. A lei posterior aprovada em 2006 ordenou o teste de agentes micoherbicidas - ou Fusarium oxysporum ou Papaveracea Pleospora - em campos no território dos EUA. Uso de Fusarium oxysporum para estes testes tem levantado preocupações porque a coca resistente a partir do foco anterior tenha sido amplamente cultivada, e o fungo implicou no nascimento de 31 crianças anencéfalas no Texas, em 1991 e a perda de palmeiras em Los Angeles. (Zipcodezoo, 2010).

O Fusarium carece de muita umidade para crescer, ocasionalmente encontrado em uma variedade ampla de substratos. Seu crescimento corresponde: Aw = 0,86-0,91 (mínimo para várias espécies). (Zipcodezoo, 2010)

Cresce bem em meios de cultura. A esporulação em muitas espécies exige medidas especializada. As colônias apresentam tons de rosa para laranja ao roxo. As cores são devido à presença de pigmentos solúveis (observada a partir do reverso) e de pigmentos miceliais. (Zipcodezoo, 2010).

Macroconídios são distintos e muitas vezes são facilmente identificáveis em elevadores de fita. No entanto, microconídios de Fusarium (por vezes referido como uma fase acremonial) pode ser confundido com Acremonium. (Emlab, 2010)

MATERIAIS E MÉTODOS: Os propágulos do fungo foram coletados de grãos de milho (Zea mays) que foram colocadas em uma caixa do tipo Gerbox com papel filtro e água destilada para o desenvolvimento das côlonias fúngicas, no laboratório de microbiologia do Instituto Federal Goiano Campus Urutaí.

Por meio de pescagem direta, uma amostra de uma entre as várias colônias fúngicas de cor amarelada foi retirada com o auxílio de uma pinça, esterilizada e flambada. Após a coleta, o material foi depositado em uma lâmina esterilizada e flambada na qual havia uma gota de fixador a base de azul de metileno (ácido acético, ácido lático, glicerina e álcool), onde foi macerado e encoberto com uma lamínula esterilizada e flambada. Após secar o excesso do fixador das bordas com papel toalha e vedá-la com esmalte incolor, a lâmina esteve pronta para visualização no microscópio estereoscópico.

Depois de observadas as estruturas fúngicas e constatada o seu espécimen, foram tiradas fotos com o auxílio de uma câmera digital. As fotos foram editadas com o Windows Live Galeria de Fotos e a prancha confeccionada no Microsoft Office Power Point 2007.

Figura 1. Aspéctos morfológicos de Fusarium sp. A. Conídio navicular amerosseptado B. Agregamento de conidióforo ou esporodóquio C. Clamidósporo.

DESCRIÇÃO MICOLÓGICA: O Fusarium sp. apresenta micélio aéreo filamentoso (Figura 1A), denso e cotonoso, formado de hifas ramificadas, septadas. Macro e microconídios e estruturas assexuadas de resistências: clamidósporos (Figura 1C) estes podendo ser terminais, intercalados, isolados ou em cadeia. Os conídios fusiformes são produzidos em esporodóquios (Figura 1B). As características culturais, pigmentação em diversos meios de cultura, produção de toxinas e virulência do patógeno são importantes critérios de identificação deste gênero. Mutações no gênero Fusarium são muito freqüentes em condições naturais e artificiais, por esta razão as características do tipo de esporodóquio são perdidas em tais condições, ou seja, nos processos de mutações. O Fusarium corresponde as formas perfeitas dos gêneros de Ascomicetos Nectria, Calomectria, Giberella, etc (Urben et al., 2009).

LITERATURA CITADA:

EMLAB Disponível em . Acessado 22/10/2010.

INDEX FUNGORUM Disponível em: . Acessado em 24/10/2010.

MENDES, M. A. S.; URBEN, A. F.; Fungos relatados em plantas no Brasil, Laboratório de Quarentena Vegetal. Brasília, DF: Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia. Disponível em: . Acesso em 22/10/2010.

URBEN, A. F. et al.; Curso de Taxonomia de Fusarium, Brasília, DF: Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, 2009.

ZIPCODEZOO disponível em . Acessado em 22/10/2010.