BoletimTécnico (1-2016): FERRUGEM DO JAMBO AMARELO (Syzygium jambos) CAUSADO POR Puccinia psidii

FERRUGEM DO JAMBO AMARELO (Syzygium jambos) CAUSADO POR Puccinia psidii

Gabriel Pereira de Souza

Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO

            O jambo-amarelo Syzygium jambos (L.) Auston (sinonímia: Eugenia jambos L.) (Myrtaceae), conhecido vulgarmente como “jambo amarelo, jambo-comum, jambo-da-índia, jambo-cheiroso ou jambo-verdadeiro”, é uma espécie arbórea originária da Ásia Tropical (Leste da Índia e Malásia). Não foram encontrados registros sobre a época de introdução do Syzygium jambos na Mata Atlântica brasileira. No entanto, é bastante sensato acreditar que a as primeiras introduções tenham ocorrido entre os séculos XVIII e início do século XIX (CARVALHO, 2005).

            O jambeiro é uma espécie de arvore sempre-verde, tolerante a sombra, que se estabelece melhor em condições de forte sombreamento, onde ocupa o estrato médio da floresta. Possui grande plasticidade à condições ambientais adversas, e fácil adaptação à ambientes de florestas tropicais úmidas. Apresenta diferentes utilidades ao uso humano. Seus indivíduos são usados como quebra ventos e para controle de erosão. Sua madeira é amplamente usada como combustível e para extração de tanino. Embora apresente baixa qualidade, sua madeira também é usada na construção civil e confecção de artesanatos. Seus frutos são bastante apreciados para consumo humano e usados para produção de doces e geleias. Em algumas regiões, madeira, raízes, frutos e sementes costumam ser utilizados na medicina popular.  Existe o interesse no cultivo da espécie, que pode ser observada como árvore ornamental em diversas cidades e áreas rurais (CARVALHO. 2005)

            O fungo Puccinia psidii ataca indistintamente todos os tecidos novos das plantas em desenvolvimento. Em plantas adultas, inicialmente aparecem pequenas pontuações amareladas e necróticas, que evoluem para manchas circulares, necróticas, de coloração amarela, recobertas por uma densa e pulverulenta massa, de coloração amarela - viva, formada pelos uredósporos e teliósporos do fungo. Com o tempo, essa massa amarela desaparece, permanecendo somente a área necrótica e seca, frequentemente apresentando rachaduras. Sendo assim, de grande importância, podendo causar em ataques intensos, perdas na ordem de 80 a 100% dos frutos. Estes quando atacados desde as primeiras fases de desenvolvimento, caem em grande quantidade ou permanecem na planta e mumificam-se (KIMATI et al., 1997). 

            A ferrugem é uma das principais doenças da família Mirtaceae, sendo causada pelo fungo P. psidii, e sabe-se hoje que todos os membros dessa família botânica são hospedeiros para a doença. Portanto, ficou conhecida como “Ferrugem das Mirtáceas”. Trata-se de uma ferrugem neotrópica, nativa da América do Sul e encontra-se amplamente distribuído nas Américas do Sul e Central e nas ilhas do Caribe (FOURNIER et al., 1998), com um imenso número de hospedeiros nativos, silvestres ou cultivados. Mas, a capacidade notável de P. psidii de se adaptar e infectar mirtáceas importadas e não originárias da América do Sul, caso do jambeiro e do eucalipto, traz um problema ainda maior para o cultivo dessas espécies (FIGUEREIDO, 2001) .

Objetivos

            O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle de ferrugem do jambo amarelo causado por Puccinia psidii.

DESENVOLVIMENTO

Hospedeiro/cultura: Jambo-amarelo (Syzygium jambos (L.) Alston)

Família Botânica: Myrtaceae

Doença: Ferrugem

Agente Causal: Puccinia psidii G. Winter

Local de Coleta: Urutai /GO

Data de Coleta: 25/02/2015

Sinonímias: Bullaria psidii (G. Winter) Arthur & Mains (1922) e, também, Dicaeoma psidii (G. Winter) Kuntze (1898) (INDEX FUNGORUM, 2015).

Taxonomia: O fungo pertence ao reino Fungi, divisão Basiodiomycota, classe Pucciniomycetes, ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, gênero Puccinia psidii G. Winter (INDEX FUNGORUM, 2015).

Sintomatologia: O patógeno infecta tecidos jovens como folíolos, inflorescências, gemas e frutos novos (SILVEIRA, 1951; GALLI, 1980; SOUZA, 1985; FERREIRA, 1989).

            Nas folhas os sintomas têm início com pequenas manchas amareladas (Fig. 1G), geralmente circulares elípticas, recoberta pela cutícula da planta. Com o desenvolvimento da doença estas manchas aumenta de tamanho se rompe a massa de urediniósporos produzida pelo patógeno. Neste estádio as manchas são denominadas pústulas e apresentam coloração amarelas ou alaranjadas (Fig.1C). Quando mais velhas, as manchas tornam se castanhas ou pretas em decorrências do surgimento dos teliósporos sucedâneos dos urediniósporos.  As pústulas apresentam salientes em relação a superfície foliar e podem coalescer quando a doença ocorrem com alta intensidade (SANTOS & MENDES, 2015).

            Portanto Santos & Mendes (2015), afirma que com o passar do tempo, essa massa amarela desaparece, permanecendo apenas uma área necrótica seca e frequentemente apresentando rachaduras (Fig. 1F.). É quando em condições ambientais favoráveis à doença, as lesões se coalescem, ocasionando a morte do limbo, resultando em grande perda de tecidos e queda das folhas.

          Segundo JUNQUEIRA et al. (2001) nas flores e nos botões florais quando são atacados pela ferrugem na fase inicial do seu desenvolvimento, exibem lesões circulares, de diâmetros variáveis e são recobertas por uma massa pulverulenta de coloração amarela intensa que podem causar a perda parcial ou total da produção. Nos ramos e frutos a ferrugem produz manchas recoberta por uma densa massa pulverulenta amarela, constituída por urediniósporos do patógeno quando ocorrem a coalescência destas lesões, os ramos novos e os frutos jovens podem ficar totalmente recobertos por essa massa (Fig.1D). As manchas com o decorrer do tempo podem se torna necróticas (BERGAMIM FILHO et al., 2011). Os frutos que forem atacados e que permanecerem na planta mumificam-se, tornando-se deformados e sem valor comercial, servindo como uma porta de entrada para vários microrganismos secundários responsáveis por podridões (JUNQUEIRA et al., 2001).

Figura 1. Ferrugem das mirtáceas causada por Puccinia psidii nas folhas de jambo amarelo. A. Plantas com sintomas em brotos jovens (bar: 2mm). B. Detalhe do broto jovem com abundante pulverulência (bar: 3 mm). C. Ramo com superfície apresentando abundante pulverulência de coloração alaranjada (bar:1 mm). D. Pecíolos da sépala em fruto de jambo com presença de (bar: 4 mm). E. Detalhe da lesão, mancha foliar necrótica com halo clorotico avançado na face abacial (bar: 5 mm). F. Face adaxial mostrando com detalhe mancha esférica e necrótica com halo amarelo e clorotico (bar: 4mm). G. Sintoma de lesão pulverulenta na face adaxial em estagio de formação abundante de urediniosporos (bar: 6 mm). H. Face abaxial apresentando pulverulência (bar: 6 mm).

Etiologia: O fungo causador da doença, P. psidii, um basidiomiceto pertencente à ordem Uredinales, é um parasita obrigatório e apresenta alta especificidade em relação ao hospedeiro. A colonização dos tecidos vegetais é feita através do crescimento micelial intercelular e da emissão de haustórios intracelulares (KIMATI et al., 1995)

            O fungo P. psidii é um patógeno de ciclo curto, da qual se conhecem seus estádios I – écio (FIGUEIREDO et al., 1984), II – urédia, III – télia e IV – basídio (MACLACHLAN, 1938; FERREIRA, 1983). Até então o estádio espermogonial é desconhecido, mas é provável que não exista. O estádio I – écio apresenta a mesma morfologia do estádio II – urédia e teve sua ocorrência mostrada, até o momento, apenas no jambeiro (FIGUEIREDO et al., 1984), mas provavelmente também ocorra nas demais mirtáceas hospedeiras do patógeno. O estádio II é constantemente produzido em condições naturais ou em inoculações artificiais e, inclusive, é por meio de suas pústulas uredospóricas, de coloração amarela que, em termos práticos, se faz o diagnóstico da doença em condições de campo. Individualmente, uma pústula bem desenvolvida pode ter mais de 20 urédias, cada uma com 0,2 – 0,3 mm de diâmetro. As pústulas podem interligar-se, e isso acontece, especialmente quando os primórdios foliares e as partes apicais tenras dos galhos e da haste principal se mostram totalmente cobertos pela esporulação. Esta esporulação aparece tomando ambas as faces dos primórdios foliares, mas, nas folhas um pouco mais desenvolvidas, é muito mais abundante nas faces inferiores dos limbos. Os urediniósporos variam quanto à forma, predominando os piriformes e de esféricos a ovais, que apresentam leves esquinulações na parede externa e medem 10-20 x 15-25 μm (Tab. 1).

            Dessa forma, necessita de hospedeiro vivo para seu desenvolvimento e, em função da sua especialização em relação ao hospedeiro, geralmente não possui hospedeiro alternativo. Portanto nos trópicos, o patógeno sobrevive principalmente na forma de urediniósporos que, geralmente, permanecem sobre plantas voluntárias após a colheita. Mas em muitas situações, os teliósporos atuam como estruturas de resistência e garantem a sobrevivência do patógeno na ausência do hospedeiro (KIMATI et al., 1995).

           Em plantas de jambeiro os teliósporos têm sido facilmente encontrados, na época mais quente do ano, de dezembro a março, sendo, inclusive, as pústulas constituídas de mistura de teliósporos e urediniósporos, reconhecidas a olho nu por suas tonalidades mais castanhas, em contraste com as pústulas amarelo-vivas, que contêm apenas urediniósporos. Os teliósporos de P. psidii são pedicelados, bicelulares, clavados, achatadamente, muitos com uma papila apical na parede da célula posterior e medem 15-28 x 30-60 μ m (FERREIRA, 1989).

Figura 2. Sinais de Puccinia psidii oriundo de folhas de jambo amarelo A. Corte histológico mostrando a interação do fungo com a parede celular do vegetal na fase da urédia (bar: 145 μm). B. Urediniósporo (bar: 25 μm). C. Urediniósporos (bar: 15 μm). D. Teliósporos com papila visível (bar: 37 μm). E. Teliósporos com pedicelo visível (bar: 10 μm). F. Teliósporo sem papila (bar:27 μm). G. Teliósporo com pedicelo desenvolvido (bar: 42 μm). H Teliósporos bicelulares e clavados (bar:19,7 μm). I. Urediniósporos esféricos e clavados (bar: 15 μm). J. Teliósporos e Urediniósporos (bar: 9 μm).

Tabela 1. Aspectos morfológicos e morfométricos de Puccinia psidii identificado em jambo-amarelo comparado com dados morfológicos descritos por Kimati et al. (1997).

Características morfológicas	Isolado	KIMATI et al. (1997)
Dimensão da lesão	4-(3)-2 mm	5 mm
Dimensão do Urediniósporos	17,07 - ( 19,26 ) - 11,42 X 25,14 - (14,71 ) -16,49 μ m	10 x 20 a 15 x 25  μ m
Forma do Urediniósporos	Esférica, elíptica e  clavada	Piriformes, esféricas ou ovais
Dimensão do Teliósporos	21,45 - (17,59) - 13,68 X 42,4 - (34,82 ) - 24,83 μ m	15-28 x 30-60 μ m
Dimensão do pedicelo		Nd
Forma do Teliósporos	Clavado	Clavado
Número de células do teliósporos	Bicelular	Bicelular

Epidemiologia: O fungo P. psidii apresentou 725 registros de ocorrência infectando os seguintes hospedeiros: infectando Abbevillea maschalantha no Brasil (HENNEN, et al. 1982.), Acmena hemilampra, Acmena smithii, Anetholea anisata ,Asteromyrtus brassii, Austromyrtus dulcis, Austromyrtus sp., Austromyrtus tenuifolia, Backhousia angustifolia, Backhousia bancroftii, Backhousia citriodora, Backhousia hughesii, Backhousia leptopetala, Backhousia myrtifolia, Backhousia oligantha , Backhousia sciadophora  na  Australia (PEGG, et al. 2013), Acmenosperma claviflorum na Australia  (PEGG, et al.  2014), Agonis flexuosa na Australia ( ROUX et al. 2013), Callistemon speciosus, Campomanesia adamantium, C. aurea, C. maschalantha e C. moschalantha  no Brasil (MENDES, et al. 1998.), Calycorectes riedelianus no  Paraguai (LINDQUIST. 1982), Chamelaucium uncinatum, Corymbia citriodora subsp. variegata, Corymbia henryi, Corymbia torelliana,  Darwinia citriodora, Decaspermum humile na  Austrália (GIBLIN. 2013), Eucalyptus camaldulensis em Taiwan (PEGG, et al. 2013), E. capitata, E. citriodora, E. grandiflora, E. phoenicea, Eugenia stipitata, E. uvalha, no Brasil (PEGG, et al. 2013), Eucalyptus carnea, E. cloeziana, E. curtisii, E. grandis, E. phaeotricha, E. planchoniana, Eucalyptus sp., E. tereticornis, E. tindaliae  na Austrália (GIBLIN, 2013), E. globulus, Eugenia brachythrix na Jamaica (DALE, 1955), E. brasiliensis, E. cambucae, E. dysenterica, E. grandis, E. malaccensis no Brasil (HENNEN, et al. 1982.), Eugenia caryophyllata, E. glaucescens, E. jambos na  Argentina, Brasil, Colômbia, Cuba, República Dominicana, Jamaica, Paraguai e Porto Rico (LINDQUIST, 1982.), Eugenia natalitia na Austrália, Eugenia pungens  na Argentina, Brasil e Uruguai  (GIBLIN, 2013), Eugenia reinwardtiana  na Australia, Eugenia sp. Argentina, Brasil, Costa Rica, Jamaica (HENNEN et al. 1982.), Eugenia uniflora  no Australia e Brasil, Eugenia zeyheri, Gossia acmenoides, G. bamagensis,  G. bidwillii,  G. floribunda,  G. fragrantissima,  G. gonoclada,  G. hillii,  G. inophloia,  G. lewisensis,  G. macilwraithensis,  G. myrsinocarpa, G. punctata na Austrália (GIBLIN, 2013 ), Heteropyxis natalensis na  África (ALFENAS, 2005), Homoranthus melanostictus, H. papillatus,  H. virgatus, Hypocalymma angustifolium, Heteropyxis natalensis  na  África, Homoranthus melanostictus, H. papillatus, H. virgatus, Hypocalymma angustifolium na  Austrália (HENNEN, et al. 1982. ), Jambosa jambos no Brasil, Colômbia, Cuba, Paraguai e Porto Rico (HENNEN et al. 1982.), Jambosa vulgaris em  Cuba, Lenwebbia lasioclada, L. prominens, Lenwebbia sp., Leptospermum liversidgei,  L. luehmannii,  L. madidum,  L. petersonii,  L. semibaccatum,  L. trinervium, Lindsayomyrtus racemoides, Lophostemon suaveolens, Melaleuca fluviatilis, M. formosa,  M. leucadendra,  M. leucadendron,  M. linariifolia,  M. nervosa,  M. nesophila,  M. nodosa,  M. pachyphylla,  M. paludicola,  M. polandii,  M. salicina,  M. saligna,  M. viminalis,  M. viridiflora, Metrosideros collina ,  M. kermadecensis, Mitrantia bilocularis na Austrália,  Metrosideros polymorpha  no Hawai e Japão, Myrcia caracasana na Venezuela, Myrcia jaboticaba no Brasil (CHARDON et al., 1930), Myrcia sp. no Brasil, Myrcia stenocarpa, Myrcia xylopioides na Colômbia, Myrcianthes pungens no Uruguai, Austrália e Brasil, Myrciaria jaboticaba, Myrciaria plicato-costata, Myrtaceae no Brasil e Colômbia (CHARDON et al. ,1930), Phyllocalyx involucratus no Brasil, Pilidiostigma glabrum, Pilidiostigma tetramerum, Pimenta acris na Jamaica, Pimenta dioica no Brasil, EUA, Jamaica, Mexico, Pseudomyrcianthes pomifera, Pseudomyrcianthes pyriforme, Psidium araca, Psidium guineense, Psidium incanescens, Psidium sp. no Brasil, Rhodamnia angustifolia, R. arenaria,  R. argentea,  R. blairiana,  R. costata,  R. dumicola,  R. glabrescens,  R. maideniana,  R. pauciovulata,  R. rubescens,  R. sessiliflora,  R. spongiosa, Rhodomyrtus tomentosa, Rhodomyrtus trineura subsp. capensis, Ristantia waterhousei, Sphaerantia discolor, Stockwellia quadrifida, Syzygium angophoroides, S. apodophyllum, S. aqueum,  S. argyropedicum,  S. armstrongii,  S. australe,  S. bamagense,  S. banksii,  S. boonjee,  S. canicortex na Austrália. Syzygium jambos na Austrália, Brasil, China, Colômbia, Costa Rica, EUA, Havai e Uruguai, Tristania neriifolia, Tristaniopsis exiliflora, T. laurina, Uromyrtus tenella, Waterhousea floribunda, W. hedraiophylla,  W. mulgraveana,  W. unipunctata, Xanthostemon chrysanthus, X. oppositifolius, X. youngii na Austrália (GIBLIN,  2013; FARR & ROSSMAN, 2015).

             No mundo tem sido registrado este patógeno em vários gêneros e 154 espécies de plantas hospedeiras representadas por Myrtales nas famílias Heteropyxidaceae sobre o gênero Heteropyxis e Myrtaceae sobre os gêneros Abbevillea sp., Callistemon sp., Calycorectes sp., Campomanesia sp., Eucalyptus sp., Eugenia sp., jambosa sp., Marlierea sp., Melaleuca sp., Myrcia sp., Myrciaria sp., Phyllocalyx sp., Pseudomyrcianthes sp., Psidiopsis sp.,  Psidium sp., Siphoneugena sp. e Syzygium sp. (FARR, & ROSSMAN, 2015).

            Este fungo  infecta vários gêneros e um númeras  espécies nas Myrtales, que inclui culturas arbóreas de importância econômica tais como Eucalyptus spp, officinalis pimento (pimenta da Jamaica), Psidium guajava (goiabeira) e Syzygium aromaticum (cravo). A espécie P. psidii é endémica das Américas. Embora Eucalyptus originado na Austrália e na região do Sudeste da Ásia são suscetíveis a P. psidii. A ferrugem pode produzir danos significativos em mudas e árvores jovens no  Mundo e é uma ameaça potencial para a os vários milhões de hectares de plantações de eucalipto em todo o mundo. Devido a isto, muito controle  e realizdo  para que a ferrugem não se espalhe para novas áreas (COUTINHO, et al. 1998). A goiabeira - P. psidii causa uma doença grave em  goiaba infectando  folhas, caules e frutos, causando desfolha e mumificar frutos quando a infecção ocorre no início. Esta ferrugem também ataca folhagem, inflorescências, e jovens suculentos frutos, eucalipto e Syzygium (FARR, & ROSSMAN,2015).

          Para BLUM e DIANES (2001), a formação de orvalho é um dos fatores determinantes de novas infecções e produção de novos urediniósporos de P. psidii. Além da formação de orvalho, outras condições ambientais favoráveis como temperaturas menores que 20 °C, umidade relativa alta, em torno de 80%, e longo período de molhamento são necessárias à germinação, penetração e infecção do fungo, além de favorecer também elevados índices de produção de esporos e aumento da doença. Já temperaturas muito elevadas são adversas ao patógeno e, caso a infecção já tenha ocorrido, induzem à formação de teliósporos (estruturas de resistência), além de ocorrer necrose de parte do tecido foliar e, posteriormente, senescência da folha infectada (APARECIDO, 2009).

            Portanto, a disseminação pode ocorrer a curtas ou a longas distâncias através do vento, da água, insetos e outros agentes disseminadores. A água, na forma de respingos, tem papel importante na disseminação dos esporos dentro da planta ou para plantas vizinhas. O vento, no entanto, é o agente de maior importância. Além de promover a disseminação dentro da planta e para plantas próximas, dessa forma, promove uma distribuição eficiente do inóculo em amplas áreas geográficas (KIMATI et al., 1995).

            As espécies deste patógeno tem ocorrência neste seguinte países: Austrália, América do Sul, América Central e Caribe, América do Norte, México, EUA, África (África do Sul). Relatórios da Ásia (Taiwan, Índia) não são confiáveis (INDEX FUNGORUM, 2015). Além do jambo-amarelo, o mesmo fungo foi identificado em mais outras 153 hospedeiras, como por exemplo em goiaba, Psidium guajava, na Argentina, no Brasil e na Colômbia, espécies de Eucalipto, como Eucalyptus captata registrado no Brasil, no Uruguai entre outras (FARR & ROSMAN, 2011)

CONTROLE

            Controle cultural: Portanto utiliza as praticas culturais como: Promover um melhor arejamento e insolação do pomar através de podas e desfolhas. Realizar a poda em períodos com condição climática desfavorável à ocorrência da doença. Erradicar das proximidades do pomar variedades muito susceptíveis e/ou Mirtáceas que possam servir de fonte de inoculo permanente, e, se possível instalar o pomar em locais que apresentem baixa umidade relativa ou menor período chuvoso. . Realizar adubação adequada, de acordo com a análise do solo, evitando excesso de adubação nitrogenada (AGROFIT, 2015).

            Controle químico: utiliza pulverizações preventivas com fungicidas cúpricos que podem ser realizadas em frutos com até 3 cm de diâmetro. Após este tamanho, os frutos são sensíveis ao cobre. Quando as pulverizações preventivas não controlarem a doença, realizar pulverizações curativas com o uso de produtos à base de oxicloreto de cobre, hidróxido de cobre, óxido cuproso e calda bordalesa (AGROFIT. 2015). Para a cultura do jambo amarelo não há registros de ingredientes ativos, mas para controle de p. psidii existe somente produtos registrados para a cultura da goiaba e estes são representado por: ciproconazol (triazol)^®, azoxistrobina (estrobilurina) + difenoconazol (triazol)^® , azoxistrobina (estrobilurina)^®, oxicloreto de cobre^® (inorgânico), Óxido Cuproso^® (inorgânico) , bromuconazol^® (triazol) , tebuconazol^® (triazol) , tebuconazol (triazol) + trifloxistrobina^® (estrobilurina), Sulfato tribásico de Cobre^® (inorgânico), sulfato de cobre^® (inorgânico)  e azoxistrobina^® (estrobilurina) (AGROFIT. 2015) .

            Desde a década de 1980, o triadimenol é o fungicida mais utilizado para o controle da ferrugem. No mercado há vários fungicidas eficientes para o controle de ferrugens, conforme a tabela acima, como as estrobilurinas e os triazóis. As estrobilurinas têm atividade biológica variada e potencial de controle de ampla gama de fungos. Inibem a respiração mitocondrial ao bloquearem a transferência de elétrons entre os citocromos B e C, o que interfere na formação de ATP, atuando nos estádios de pré-penetração e inibindo a germinação de esporos, o desenvolvimento de tubos germinativos e a formação de apressórios. Apresentam, também, ação curativa, por inibirem o desenvolvimento do fungo nos estágios pós-germinação e causarem o colapso do micélio dentro do tecido colonizado, bem como ação anti-esporulante (ZAUZA, et al., 2008).

             Segundo ZAUZA, et al., 2008, a maioria dos fungicidas do grupo dos triazóis Tem efeito fungitóxico elevado, porque ocorre a penetração e translocação rápida nos tecidos vegetais, o que evita perda por lixiviação, tornando o efeito residual prolongado, assim e age como protetor nos eventos pré-penetração e como curativo nos eventos pós-penetração, mas  este  tem ação sistêmica acropetal, inibindo a biossíntese de esteróis, especialmente do ergosterol. A deficiência desse esterol e o acúmulo de compostos intermediários induzem a formação de membranas alternativas e a desorganização celular.

            Controle Genético: Para Kimati, et al. (1995) as forma mais viável de controle e a utilização de variedades resistentes. Portanto, a resistência genética é o melhor controle da ferrugem, sendo menos poluente e mais econômico.  Dessa forma, o melhoramento genético para resistência durável é a alternativa de continua superação da resistência das cultivares, devido a alterações na população patogênica, que resultam em novas raças (BARCELLOS, 2007).

LITERATURA CITADA

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