Boletim Técnico (1-2015): Mancha-aveludada da pimenta-malagueta (Capsicum frutescens) causada por Phaeoramularia capsicicola

Mancha-aveludada da pimenta-malagueta (Capsicum frutescens) causada por Phaeoramularia capsicicola

Álvaro de Oliveira Cardoso

Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO 

A pimenta-malagueta (Capsicum frutescens), Solanaceae, é um arbusto pequeno, nativo de regiões tropicais da América, muito cultivado no Brasil, de folhas ovais, acuminadas, flores alvas e bagas fusiformes, vermelhas, bastante picantes. É usada como condimento e tempero nas regiões do Brasil, nos estados de Goiás e Minas Gerais (REIS, 2010).

A “malaguetinha-caipira” destaca-se pela alta concentração da capsaicina e baixíssimos teores de piperina. Geralmente as variedades comercializadas, via de regra, são espécies híbridas, resultantes de cruzamentos realizados para desenvolver variedades mais produtivas, mais resistentes a pragas e menos atrativas aos pássaros e insetos (MONTEIRO, 2000.) 

Por conter vitaminas A, C, do complexo B, potássio e cálcio, a pimenta pode ser benéfica não somente à saúde do coração, como também ao sistema circulatório. Apresenta propriedades vasodilatadoras, impedindo a formação de coágulos e aumentando o calibre de vasos sanguíneos, fatores que reduzem as chances de um ataque cardíaco ou acidente vascular cerebral. (MENDES, 2013). 

É uma cultura que exige temperaturas elevadas, em torno de 25 a 30°C, durante todo o ciclo de vida. Não é resistente à baixas temperaturas e intolerante à geadas, onde sua germinação é reduzida, crescimento reduzido e estiolamento de folhas. Em regiões que apresentam inverno ameno, principalmente em baixa altitude, a semeadura pode ser feita durante o ano todo. (PINTO et al., 2007). 

Em 2004, foram comercializadas, nas Ceasas de Minas Gerais, cerca de 270 t de pimenta, ao preço médio de R$ 2,99/kg. Deste total, 2,31% foram provenientes do estado de São Paulo e o restante produzido em Minas Gerais. (PINTO et al., 2007). 

A mancha-aveludada tem como agente causal fungos do gênero Phaeoramularia sp. Vassiljevsky, são parasitas obrigatórios de um grande número de espécies de plantas da família das solanáceas. Dentro do gênero Phaeoramularia, apenas uma espécie é encontrada nos sistemas de produção agrícola de pimenta e pimentão, as quais têm ampla gama de hospedeiros e podem parasitar praticamente todos os indivíduos do gênero Capsicum sp. (TRAZILBO JÚNIOR et al., 2007).  

O sintoma mais visível do ataque da mancha-aveludada são manchas com aspecto aveludado, principalmente na face inferior da folha, as quais apresentam comumente áreas cloróticas. As folhas infectadas são geralmente mais curtas e com menor desenvolvimento, justamente pela área da mancha consumida pela doença. (MOREIRA, 2007). 

 O patógeno apresenta ampla distribuição mundial, ocorrendo geralmente em países de clima tropical e/ou próximos à linha do Equador. Sua necessidade de climas quentes com temperaturas entre 23-27 °C e umidade relativa superior a 90 % o torna intolerante à climas amenos e temperados (PINTO et al., 2007).

DESENVOLVIMENTO 

Hospedeiro/cultura: Pimenta (Capsicum frutescens L.) 

Família Botânica: Solanaceae 

Doença: Mancha-aveludada 

Agente Causal: Phaeoramularia capsicicola Vassiljevsky

Local de Coleta: Urutaí, GO.

Data de Coleta: 24/02/15 

Taxonomia: A fase telemórfica pertence ao reino Fungi, filo Ascomycota, classe Dothideomycetes, ordem Capnodiales, família Mycosphaerellaceae. A fase anamórfica pertence ao Reino Fungi, Grupo inserto dos Fungos Mitospóricos, sub-grupo dos Hifomicetos, gênero Phaeoramularia sp., espécie Phaeoramularia capsicicola (INDEX FUNGORUM, 2015)

SINTOMATOLOGIA:  

Os sintomas da doença ocorrem principalmente nas folhas, que apresentam inicialmente, lesões aquosas translúcidas, de coloração verde-escura. Com o desenvolvimento da doença, as lesões tornam-se branca-acizentadas, de formato circular, apresentando anéis concêntricos, com bordos escuros e centro cinza-claro. As lesões podem coalescer, formando grandes áreas necróticas, que se desprendem das folhas. Sob condições ambientais favoráveis, pode ocorrer intensa desfolha, que favorece a exposição dos frutos diretamente a luz solar, bem como, ao ataque de organismos secundários. Os sintomas podem também ser observados no caule, ramos e pedúnculos dos frutos onde as lesões tendem a ser maiores e mais alongadas (LOPES e ÁVILA, 2003).

 No campo observa-se claramente a mancha-aveludada nas folhas das plantas, declínio vagaroso, queda prematura das folhas, queda na produção. Dentre os danos causados ao sistema aéreo incluem-se a formação de manchas que apresentam comumente áreas cloróticas que chegam a causar necrose na parte abaxial da folha, podendo levar à diminuição da parte aérea, e consequentemente por prejudicar a área de realização fotossintética, também influencia sobre a produtividade da pimenteira (TRAZILBO JÚNIOR, et al., 2007).

            As manchas provocadas pelo fungo abrigam conidióforos e conídios, e tem cerca de 1,5 cm de largura, e muitas vezes são circundadas por um halo alaranjado. Quando as infecções são muito severas, geralmente tem manchas sub orbiculares de coloração marrom bem visíveis, presente em ambas as superfícies (DEITGHTON, 1976).

ETIOLOGIA:

O conidióforo é hipófilo, possui colônias anfígenas, conídios fasciculados, de cor marrom meio pálido ou marrom oliváceo, medindo 22 a 62 µm de comprimento por 4 a 6 µm de largura. Possui conídios hialinos com cicatrizes de secessão com 1 a 5 µm de diâmetro, filiformes com 2 a 4 septos, medindo 12 a 92 µm de comprimento por 3 a 7 µm de largura (DEITGHTON, 1976).

O micélio pode apresentar hifas coloridas e apresenta de 2-3 µm de espessura. O estroma, tecido fúngico é sub estomático que varia de tamanho, podendo ter de 35 x 25 µm compostos por hifas de coloração palha à olivácea (DEITGHTON, 1976).

Tabela 1. Comparação de características morfológicas e morfométricas de Phaeoramularia capsicicola com o isolado descrito por Deitghton (1976).

Características	Isolado Urutaí (2015)	Deitghton (1976)
Dimensões do conidióforo (µm)	23,7 x 15,91	22-62 x 4-6
Dimensões dos conídios (µm)	38,23 x 0,76	12-92 x 3-7
Número de septos do conídios	4	2-4
Forma do conídio	Filiforme	Filiforme

Figura 1. Sintomas e sinais da mancha-aveludada da pimenta-malagueta (Capsicum frutescens) causada por Phaeoramularia capsicicola. A. lesões irregulares e enegrecidas da face adaxial (bar = 4 mm), B. detalhe da lesão enegrecida (bar = 2 mm), C. agrupamento de conidióforos do tipo esporodoquial (bar = 5,94 µm), D. conídios filiforme curto, E. conídio, alongado e septado, e1. septação, F. conídio multisseptado, f1. cicatriz de secessão conidial (bar = 1,4 µm ).

EPIDEMIOLOGIA:

O fungo da mancha-aveludada tem-se no Brasil apenas um registro de ocorrência segundo o Banco de dados da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, que aponta o estado de SP e indica Capsicum frutescens Willd (Solanaceae) a pimenta-malagueta como hospedeira (HINO et al., 1978).

A doença incide sobre Capsicum annuum, e é um fungo de presente em regiões tropicais e subtropicais. Já foi descrito na Espanha, Bulgária, Romênia, Marrocos, Etiópia, Uganda, Sudão, Quênia, Tanzânia, Malawi, Zaire, Zâmbia, Rodésia, Nigéria, Gana, Serra Leoa, Ilhas Maurício, Índia, Nepal, Burma, Sabat, Trinidad e Tobago, Jamaica, El Salvador, Brasil, Venezuela, Argentina e Estados Unidos (DEITGHTON, 1976).

O fungo sobrevive nos restos da cultura deixados no campo na forma de micélio e conídios; também sobrevive nas sementes contaminadas superficialmente (AGROFIT, 2010). Tão quanto, um dos métodos de controle, cultural, é justamente eliminar restos culturais de pimenta e pimentão, os quais são propícios para a conservação de estruturas de sobrevivência do fungo.

A disseminação a longa distância pode ocorrer pelas sementes contaminadas, porém esta via não é muito comum. Os conídios no campo são disseminados pelo vento e respingos da água da chuva ou da irrigação por aspersão. Trabalhadores, insetos, implementos e pássaros também contribuem para a disseminação do fungo, pois em contato com a planta que foi infectada com o patógeno, este possuirá a fonte de inóculo em seu corpo, que em contato com uma planta sadia, iniciará o processo de infecção, onde os esporos germinam em até 48 horas em condições de umidade e temperaturas ideais (SILVA, 2010).

Temperaturas entre 23-27 °C, umidade relativa superior a 90 % e solos de baixa fertilidade são condições que favorecem o desenvolvimento da doença (AGROFIT, 2015).

CONTROLE:  

O controle se baseia em plantar sementes de boa qualidade, adquirida de firmas idôneas, ou mudas comprovadamente sadias; Evitar o plantio próximo a culturas velhas; Adubar corretamente a plantação, com base na análise de solo; Fazer um bom manejo de irrigação, evitando aplicar excesso de água; Evitar plantios em épocas com alta intensidade de chuva, especialmente quando a temperatura for alta; Eliminar os restos de cultura logo após a última colheita; Fazer rotação de culturas (geralmente com gramíneas) por, pelo menos, um ano (LOPES e ÁVILA, 2003).

O controle físico pode ser feito no manejo de irrigação, caso seja em ambiente controlado, é prudente que as folhas das pimenteiras não sejam molhadas, o que é muito difícil no caso da aspersão. Entretanto, este método de controle acaba sendo preventivo (PINTO et al., 2007). Não há nenhum produto registrado para controle do patógeno sobre o hospedeiro do boletim, e também não há registros de controle genético e biológico para essa cultura (AGROFIT, 2015).

LITERATURA CITADA:

 

DEITGHTON, F.C Brown leaf mould os Capsicum caused by Phaeoramularia capsicicola. Transiction British Mycological 67 (1):140 – 142 1976.

FARR, D.F., e ROSSMAN, A.Y. Fungal Databases, Systematic Mycology and Microbiology Laboratory, ARS, USDA. Disponivel em: < http://nt.ars-grin.gov/fungaldatabases/fungushost/FungusHost.cfm>, acessado em julho de 2015.

LOPES, C.A. e ÁVILA, A.C. Doenças do pimentão: diagnose e controle. Brasília: Embrapa Hortaliças, 2003.

MATSUOKA, K.; VANETTI, C.A.; COSTA, H.; PINTO, C.M.F. Doenças causadas por fungos em pimentão e pimenta. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, v.18, n.184, p.64-66, 1996.

MENDES, M.A.S.; URBEN, A.F.; Fungos relatados em plantas no Brasil, Laboratório de Quarentena Vegetal. Brasília, DF: Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia.  Acessado em: 26/05/2015.

Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - Coordenação-Geral de Agrotóxicos e Afins/DFIA/DAS. Disponível em: http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons. Acesso em 12/5/2015.

MONTEIRO, A.J.A.; COSTA, H.; ZAMBOLIM, L. Doenças causadas por fungos e bactérias em pimentão e pimenta. In: ZAMBOLIM, L.; VALE, F.X.R.; COSTA, H. (Ed.) Controle de doenças de plantas: hortaliças. Viçosa: Universidade Federal de Viçosa, 2000. v.2, p.637-675.

SILVA, C.R. Mancha preta causada por Cercospora capsici em folhas de Pimentão (Capsicum annuum). Disponível em: http://fitopatologia1.blogspot.com.br/2010/04/mancha-preta-causada-por-cercospora.html Acessado em: 18 de abril de 2010.

TRAZILBO JÚNIOR, P.J.; VENZON, M. 101 Culturas, Manual de tecnologias agrícolas. Belo Horizonte: Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais, v.2, p. 625-632. 2007.

Boletim Técnico (1-2015): MOFO BRANCO DA SOJA (Glycine max) CAUSADO POR Sclerotinia sclerotiorum

MOFO BRANCO DA SOJA (Glycine max) CAUSADO POR Sclerotinia sclerotiorum

Alexandre Garcia Rezende

Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO

A soja (Glycine max - Fabaceae) teve a sua Introdução no Brasil no ano de 1901 como marco principal. É quando começam os cultivos na Estação Agropecuária de Campinas e a distribuição de sementes para produtores paulistas (APROSOJA, 2014). O sétimo levantamento da safra 2014/2015 da Conab, demostrou que a área cultivada de soja no Brasil é de 31.504,2 milhões de hectares, com produtividade de 2.993 Kg/ha e produção de 94.280,5 milhões de toneladas (APROSOJA, 2014).

Dentre as principais doenças, o mofo-branco apresenta grande importância em função de sua severidade e perdas provocadas, causado pelo fungo Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary. Na cultura da soja, a fase mais vulnerável à infecção vai da floração plena (R2) ao início da formação dos grãos (R5) (DANIELSON et al., 2004).

          No cerrado, os primeiros relatos de mofo branco em soja foram feitos há 20 anos, ocorrendo desde então de forma endêmica (MACHADO & CASSETARI NETO, 2010). Em Goiás, o mofo branco aumentou consideravelmente, afetando cerca de 45% da área cultivada na safra 2009/2010 (PIMENTA, 2010).

         O agente causal S. sclerotiorum (Lib.) de Bary, é um fungo extremamente polífago sendo capaz de atacar mais de 75 famílias, 278 gêneros e 408 espécies (DEMANT, 2010).

Sua disseminação se dá principalmente por sementes infectadas, pois o patógeno sobrevive no solo por tempo indefinido por meio de estruturas de resistência (escleródios), cuja população aumenta a cada plantio de espécie hospedeira (EMBRAPA, 2008).

As epidemias do mofo branco são iniciadas após a germinação dos escleródios no solo úmido. Os escleródios germinam dando origem a pequenos cogumelos em forma de taça, chamados de apotécios, que liberam esporos no ar, para inicialmente colonizar flores em senescência (JUNIOR, 2010).

O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle do mofo branco da soja causado por S. sclerotiorum.

DESENVOLVIMENTO

Hospedeiro/cultura:        Soja (Glycine max (L.) Merril)                    

Família Botânica: Fabaceae

Doença: Mofo branco

Agente Causal (Teleomorfo): Sclerotinia sclerotiorum

Local de Coleta: Fazenda Capão Grande / Cristalina- GO                            

Data de Coleta: 28/02/2015

Taxonomia: Pertence ao reino fugi filo Ascomycota, classe Discomycetes, ordem Helotiales, família Sclerotiniaceae, gênero Sclerotinia. Descrito por Libert de Bary in Vergh. Morph. Biol. Des Pilze, Mycet. Bact. P.236, 1884.

Sintomatologia: Os sintomas iniciais da doença são lesões encharcadas nas folhas ou qualquer outro tecido da parte aérea que normalmente tenham tido contato com as flores infectadas. As lesões espalham-se rapidamente para as hastes, ramos e vagens. Nos tecidos infectados aparece uma eflorescência branca que lembra algodão, constituindo os sinais característicos da doença (FURLAN, 2009).

         Até a cultura chegar ao florescimento, dificilmente a doença torna-se importante. Após este período, a doença é disseminada rapidamente porque a flor é fonte primária de energia, servindo de alimento para o fungo iniciar novas infecções (FURLAN, 2009). Em poucos dias, o micélio transforma se em massa negra, rígida, o escleródio, que é a forma de resistência do fungo. Os escleródios variam em tamanho de poucos milímetros alguns centímetros e são formados tanto na superfície como no interior da haste e das vagens infectadas (KIMATI et al., 2005).

Figura 1. Mofo Branco causado por Sclerotinia sclerotiorum incidente em soja (Glycine max) A.  Haste com abundante produção micelial  B. Início da formação de escleródio (conglomerados e esbranquiçados) C. Abundante formação de micélio superficial, D. Cultura com formação de escleródios.

Etiologia (Sinais): Em meio de cultura ágar, as características observadas nas colônias foram, o micélio de coloração branca creme, os escleródios coloração negra, a  distribuição dos escleródios é aleatoriamente na colônia eles são superficiais e ficam sempre acima da superfície do meio de cultura, os escleródios tem mais de 2 mm de diâmetro, e apresentam formatos  globoso a alongado, a parte interna do escleródio apresenta um anel distinto,  diferente da estrutura interior  presente, eles podem apresentar um tecido chamado de prosoplectenquima, que  nada mais é que tecido denso com hifas que apresentam células visíveis, de textura intrincada, as paredes das células são extremamente finas com ramificação distal na parte final, as hifas de  S. sclerotiorum, apresentam ramificação distal na célula final, as  hifas  podem se ramificar na região onde contém os septos, dando origem a hifas de espessuras menores e as hifas podem apresentar até 5 µm de diâmetro (MORDUE et al., 1989).

As colônias em meio BDA são brancas ou de coloração acinzentada, usualmente podem até ter um micélio aéreo, mas algumas vezes mostram um micélio mais compacto e abundante, os escleródios desenvolvidos são negros, a superfície das colônias são claras em placas de Peri e muitas dela tem uma estrutura hifalíca que cresce rapidamente, elas são circundadas ou alongadas, as hifas são arredondadas em algumas situações tem o formato reniforme na secções verticais , a superfície pode ser lisa ou ligeiramente com alguma imperfeição, as células das hifas tem parede fina com conteúdos granulares densos, apresentam espessura de 9 – 4 µm de largura, e o topo da célula apresenta 300 µm de comprimento, algumas com mais ramificações no primeiro septo, que apresenta de 30 – 50 µm de comprimento, as células secundarias subsequentes  se ramificam na hifa e ocorre um estreitamento dessa hifa primaria, quando se realiza a montagem em fixadores lactofenol particularmente com “cotton blue”, isso é suficiente para levar a célula a características da célula que se mostram com a presença de poros na região próximos aos septos, o inicio da formação dos escleródios desenvolve de forma que os micélios que se ramificam primariamente nos micélios aéreos e usualmente podem formar escleródios, os escleródios maduros se mostram diferenciados, eventualmente podem parecer finos,  com parede fortemente pigmentada,  apresentam tecido cortical com 2 a 3 células finas, apresentam formato isogeométrico a parede celular é fina e a medula interna pode se diferenciar em alguns diâmetros  e a hifa primariamente mostra coloração e parede fina. As células do córtex e da medula mostram um conteúdo granulado e as células não tem um formato esférico os espaços interhifalícos da medula do escleródio não contem material gelatinoso, no hospedeiro o micélio se espalha na superfície se ramifica tanto intracelularmente quanto intercelularmente, os escleródios se desenvolvem internamente na superfície interna e externa e são algumas vezes numerosos dentro das cavidades, os escleródios podem passar por período de dormência depois maturação e resultar na formação da fase apotecial que é raramente vista em associação em plantas doentes, à espécie S. trifolium, mostra características culturais muito similares e a estrutura dos escleródios são indistinguíveis e desenvolve-se bem menos que S. sclerotiorum (MORDUE & HOLLIDAY, 1976).

Epidemiologia: A doença é mais destrutiva em temperaturas moderadas (15 a 25º C) em alta umidade. O fungo sobrevive no solo, por alguns anos, na forma de escleródios (COOK et al., 1975). A infecção da planta ocorre pela germinação direta dos escleródios ou, indiretamente, por meio de ascósporos e pela produção de micélio que coloniza a planta hospedeira. Os ascósporos, o principal inoculo primário do patógeno, são produzidos em estruturas semelhantes a pequenos cogumelos, denominadas apotécios, que são formados a partir de escleródios. Os ascósporos podem sobreviver até 12 dias no campo, são levados pela ação de vento e respingos de agua oriundos de chuva e de irrigação, para diferentes partes da planta e para outras plantas da mesma área, podendo atingir ainda outros campos de cultivo nas proximidades (ABAWI & GROGAN, 1975).                                      

Em temperaturas superiores a 20º C inibem a formação do apotécio, a germinação de ascósporos, por sua vez, é favorecida por temperaturas em torno de 20ºC. No campo, flores senescentes provem a energia necessária para a germinação dos ascósporos. A doença se dissemina de um local para outro por meio de escleródios misturados ou aderidos as sementes, as quais também podem apresentar-se infectadas com micélio do fungo. Os escleródios permanecem no solo e nos restos de cultura podem ser disseminados pela agua de irrigação, enxurradas ou implementos agrícolas (CARDOSO et al., 1996).

Controle: O controle do mofo branco e dificultado devido à permanência de escleródios viáveis por um longo tempo no solo, aliado ao fato de que os ascósporos que produzem a infecção aérea podem ser provenientes de escleródios existentes a longas distancias (JUNIOR, 2010).

O controle químico por meio de fungicidas tem sido o mais eficaz, em função da rapidez de evolução da doença, promove condições adequadas à planta e favorece a retenção e absorção dos produtos. O controle do mofo branco requer muita atenção do produtor. Sua eficiência depende sobre tudo da época de aplicação (OLIVEIRA, 2005). A primeira pulverização deve ser feita preventivamente, na abertura das primeiras flores é o chamado estádio R2. Deve ser feita quando as condições forem favoráveis à doença e surgirem os primeiros apotécios. Além disso, a qualidade de aplicação do produto químico a ser utilizado e tão importante quanto à época de aplicação, pois precisa alcançar as partes inferiores da planta e a superfície do solo, além de proteger as flores (OLIVEIRA, 2005).  Segundo VIEIRA (2001) o fluazinam é o produto que mais se destaca no controle, conseguindo deter por mais tempo o avanço da incidência e severidade da doença na cultura da soja. Porém pode ser inviável em razão dos custos e das dificuldades de se obter uma cobertura total da planta durante a pulverização.

Entre as recomendações para manejo do mofo-branco, podem ser destacadas práticas como o controle cultural com formação da palhada para o sistema de plantio direto (SPD) e o controle biológico com antagonistas.

O controle cultural através de uso de sementes sadias, racionalização do volume de água na lavoura, fuga de épocas muito favoráveis como alta umidade e temperaturas mais baixas, ter cobertura do solo com palhada pode inibir a formação de apotécios, conforme demonstrado em condições experimentais (FERRAZ et al., 1999; FERGUSON et al., 2001).

     Já o controle biológico com aplicação de Trichoderma harzianum pode reduzir em 62,5% o número de escleródios viáveis (MENENDEZ & GODEAS, 1998).

Já para controle genético não existe cultivares de soja resistente a S. sclerotiorum. Porém as cultivares Emgopa 316® e BRSGO Milena® comportaram se como moderadamente resistentes com a inoculação na planta. (GARCIA & JULIATTI, 2012).

LITERATURA CITADA

ABAWI, G.S.; GROGAN, R.G. Source of primary inoculum and effects of temperature and moisture on infection of beans by Whetzelinia sclerotiorum. Phytopathology 65:300-9 1975.

APROSOJA  BRASIL, Disponível em: http://aprosojabrasil.com.br/2014/sobre-a-soja/a-historia-da-soja/. Acesso em 23 de Abril de 2015.

APROSOJA BRASIL, disponível em: http://aprosojabrasil.com.br/2014/wp-content/uploads/2015/04/7%C2%BA-levantamento-de-Safras-Gr%C3%A3os-CONAB-2014-15.pdf. Acesso em 23 de Abril de 2015.

CARDOSO J.E; SARTORATO, A.; RAVA, C.A. Doenças causadas por fungos do solo. In: ARAUJO, R.S.; RAVA, C.A.; STONE, L. F.; ZIMMERMANN, M. J.O. (Eds). Cultura do feijoeiro comum no Brasil. Piracicaba, POTAFOS, p, 701-22. 1996.

COOK, G. E.; STEADMAN, J.R.; BOOSALIS, M.G. Survival of Whetzelinia sclerotiorum and initial infection of dry  edible beans in western Nebraska. Phytopathol. 65:250-5, 1975.

DANIELSON, G.A.; NELSON, B.D.; HELMS, T.C. Effect of Sclerotinia stem rot on yield of soybean inoculated at different growth stages. Plant Disease, v.88, p.297-300, 2004.

DEMANT, C. A. R. Mofo branco e seu manejo no Oeste baiano. Boletim Passarela da soja, fundação BA Março/2010 - Ano 02 - Nº 02.

EMBRAPA. Centro Nacional de Pesquisa de Soja (Londrina, PR). Tecnologias de Produção de soja na Região Central do Brasil 2009 e 2010. Londrina:EMBRAPA/CNPSo, 2008. 261p. (EMBRAPA - Soja. Sistemas de Produção, 13).

FERGUSON, L.M.; SHEW, B.B. Wheat straw mulch and its impacts on three soilborne pathogens of peanut in microplots. Plant Disease, v.85, p.661-667, 2001.

FERRAZ, L.C.L.; CAFÉ FILHO, A.C.; NASSER, L.C.B.; AZEVEDO, J.A. Effects of soil moisture, organic matter and grass mulching on the carpogenic germination of sclerotia and infection of bean by Sclerotinia sclerotiorum. Plant Pathology, v.48, p.77-82, 1999.

GARCIA, R.A.; JULIATTI, F.C. Avaliação da resistência da soja a Sclerotinia sclerotiorum em diferentes estádios fenológicos e períodos de exposição ao inóculo. Tropical Plant Pathology, vol. 37(3), p.196-203, 2012.

JUNIOR, M. L. Mofo branco. Boletim Passarela da soja. Marco, 2010 -Ano 02 - No 02.

KIMATI, H.; AMORIM, A.; BERGAMIN FILHO, L. E. A.; CAMARGO, J. A. M. R. Manual de fitopatologia: doenças das plantas cultivadas. 4. ed. São Paulo: Agronômia Ceres, 2005. v. 2,  (pág.: 580).

MACHADO, A.Q.; CASSETARI NETO, D. Epidemia branca. Cultivar Grandes Culturas. Ano 12, n. 130, março. p.20-23. 2010.

MENENDEZ, A.B.; GODEAS, A. Biological control of Sclerotinia sclerotiorum attacking soybean plants. Degradation of the cell walls of this pathogen by Trichoderma harzianum (BAFC742). Mycopathologia, v.142, p.153-160, 1998.

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PIMENTA, C.B.; NUNES JUNIOR, J.; MEYER, M.C.; SEII, A.H.; NUNES SOBRINHO, J.B.; BAYLÃO, B.S.G.; FERREIRA, L.C.; COSTA, N.B., VILELA, V.S. Avaliação da eficiência de fungicidas no manejo do mofo branco na cultura da soja em goiás. Resumos do XXXI Reunião de Pesquisa de Soja da Região Central do Brasil - Brasília, DF agosto de 2010.

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Boletim Técnico (1-2015): Crosta-marrom-do-abacate (Persea americana) causada por Phyllachora gratissima.

Crosta-marrom-do-abacate (Persea americana) causada por Phyllachora gratissima.

Bruna do Carmo Vieira

Acadêmica do Curso de Agronomia

INTRODUÇÃO

O abacateiro Persea americana Mill. - Lauraceae é originário da América é cultivado em quase todas as regiões tropicais e subtropicais, particularmente no México, América Central, partes da América do Sul, nas Índias Ocidentais, África do Sul, Israel e no Havaí; em menor extensão, na Índia, Samoa, Taiti, Argélia, Austrália, EUA (OLIVEIRA et al., 2000).

O abacate (P. americana) é um fruto climatérico, com alta taxa respiratória e produção elevada de etileno após a colheita; portanto, altamente perecível sob condições ambientais.  O controle do amadurecimento é fundamental para o aumento da vida útil após colheita, visando ao mercado interno e à exportação de frutas. Já a comercialização do fruto na forma processada é um grande desafio, pois a polpa escurece rapidamente depois de cortada, por presença de enzimas responsáveis pelo escurecimento, principalmente a polifenoloxidase (DAIUTO et al., 2011).

As qualidades organolépticas, o valor nutritivo e a riqueza em vitaminas do abacate justificam plenamente a expansão do seu consumo. O abacate contém as vitaminas lipossolúveis que em geral faltam nas outras frutas. É muito rico em vitaminas A e B, medianamente rico em vitaminas D e E e muito pobre em vitamina C. O valor calórico por 100 gramas de fruto pode variar de 55 a 200 calorias (OLIVEIRA et al., 2000).

As informações sobre as doenças desta espécie são escassas. Geralmente são mencionados sérios problemas com doenças. O Phyllachora bakeriana tem sido relatada em Cassia fistula, C. hoffinanseggiana e C. inaequilatera. Outros autores citam a P. canafistulae Chardon. e P. cassiae Henn. em Cassia fistula, mas estes são considerados sinônimos (ESQUIVEL, 2009).

Por ser uma espécie tropical que provavelmente não mostra sazonalidade marcada, mas ascomas parecem ser mais frequentemente em janeiro ou fevereiro (CMI 1990).

A espécie P. gratissima foi descrita por Rehm, publicada no ano de 1892 (INDEX FUNGORUM, 2015).

No mundo P. gratissima encontra-se distribuída na Colômbia, Costa Rica, República Dominicana, Equador, Haiti, México, Porto Rico e Venezuela (MYCOBANK, 2015).

No mundo tem sido registrado o patógeno em um gênero e três espécies de plantas hospedeiras representadas por Persea americana, P. gratissima e P. persea (FARR, & ROSSMAN, 2015).

            O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle da crosta-negra-do-abacateiro causado por P. gratissima.

DESENVOLVIMENTO

Hospedeiro/cultura:   Abacateiro (Persea americana Mill.)

Família Botânica: Lauraceae

Doença: Crosta-negra-do-abacateiro

Agente Causal: Phyllachora gratissima Rehm (Teleomorfo)

Local de Coleta: área de jardim, Urutaí, GO.

Data de Coleta: 06/03/2015

Taxonomia: Pertence ao reino Fungi, Divisão Ascomycota, classe Sordariomycetes, ordem Phyllachorales, família Phyllachoraceae, gênero Phyllachora sp., espécie P. gratissima.

Sintomatologia: No material coletado foram observados sintomas da doença em uma porcentagem significativa de folhas de diferentes idades. As lesões começam como pontuações escuras arredondadas na parte adaxial, rodeados de coloração amarela arredondada, que por elipsoides em evolução torna-se rodeado por um halo de larguras cloróticas (Fig. 1A). No centro das lesões foram observadas frutificação globosas subepidérmicas, de coloração preta, representados pelos sinais da presença do patógeno Fig. 1B (ESQUIVEL, 2009).

Causa lesões não claramente definidas (Fig. 1C), e óbvias apenas uma vez que os estromas foram parasitados por outros fungos; muitas vezes, formando padrão circular para os pontos marrons escuros de aproximadamente a 10 mm diâmetro (Fig. 1D), não associadas com as nervuras (MYCOBANK, 2015). Estes pontos são compostos de um material estromático de até 1 mm (ESQUIVEL, 2009).

Figura 1. Sintomas da crosta-marrom-do-abacate (Persea americana) causada por Phyllachora gratissima. A. Sintomas na face adaxial (barr= 2,25 cm). B. Sinais na face abaxial (barr= 2,2 cm), C. Detalhe dos sinais do patógeno na face adaxial circundado por halo clorótico (barr= 10 mm), D. Detalhe dos sinais na face abaxial formando abundante tecido fúngico crostoso e superficial (barr= 5 mm).

Etiologia (Sinais):

A fase anamórfica encontra-se em lóculos dentro do estroma. Os conidióforos são formados a partir de uma camada basal de hialina para empalidecer, empalidecido, textura angular castanha, curta, muitas vezes ramificada uma ou duas vezes simpodial. Células conidiogênica nas 22-36 x 3-4 µm, lanceoladas ou gradualmente afinando, muitas vezes com espessamento periclinal conspícuo, não colateral visto. Conídio 44-58 x 1,5-2 µm, estreitamente lanceoladas, filiforme, mais largo perto da base, o ápice fortemente atenuado, a base também atenuada, hialina, asseptados, lisa, sem apêndices mucosos (MYCOBANK, 2015).

A fase teleomórfica apresentou estromas 400 -1200 µm, de forma irregular e aglutinanda, 1-4 lóculos por lesão, fortemente negra, com bordas irregulares, os ostíolos não conspícuo (Fig. 2A). Ascomas de 350 µm de diâmetro, superficialmente cônico, a parede superior a 50 µm de espessura, quebradiço, composto por células epidérmicas hospedeiras fortemente oclusas por depósitos de melanina negra, com uma camada interna de células fúngicas comprimido, a parede inferior mal definida, composta por células fúngicas marrom escuro, achatada, comprimidas contra o tecido (Fig. 2B). Asca 90-124 x 24-29 µm, clavada para sacular, o ápice obtuso, de paredes espessas, sem estruturas apicais claramente definidos com 8 esporos (Fig. 2CG). Os ascósporos dispostos bilaterais (Fig. 2D), 21,5-25 x 11-13 µm, com uma face ± plana, hialina, asseptados, liso, com um apêndice gelatinosa pulvinate com 2 µm de largura e 4 µm de comprimento em cada extremidade como mostrado a Fig.2.F (MYCOBANK, 2015). Não existe de acordo com Mycobank, 2015, nenhum registro de especialização fisiológica.

Tabela 1. Comparação entre as estruturas morfológicas entre o isolado identificado com a descrição feita por Mycobank, (2015).

Figura 2. Sintomas da crosta-marrom-do-abacate (Persea americana) causada por Phyllachora gratissima. A. Vários peritécios localizados na superfície da face adaxial foliar (barr= 45 µm), B. Detalhe do peritécio não estiolado (barr= 45 µm), C. Asca hialina contendo oito ascósporos (barr= 20 µm), D. Região apical da asca no ato da liberação do ascósporo (barr= 20 µm), E. Saída da asca do corpo de frutificação (peritécio) (barr= 18 µm), F. Ascósporos (barr= 15 µm), G. Conjunto de ascas (barr= 75 µm).

EPIDEMIOLOGIA:

            O patógeno Phyllachora gratissima apresentou 19 registros de ocorrência infectando os seguintes hospedeiros: infectando P. americana foi registrado na Colômbia (SPAULDING, 1961), Cuba (ARNOLD, 1986), República Dominicana (SPAULDING, 1961; CIFERRI, 1961), Guatemala (SPAULDING, 1961; MCGUIRE, 1967), Honduras (MCGUIRE, 1967), Jamaica (SPAULDING, 1961), México (ALVAREZ, 1976), Porto Rico (STEVENSON, 1975; SPAULDING, 1961), Venezuela (SPAULDING, 1961) e Ilhas Virgens (STEVENSON, 1975); infectando P. gratissima foi registrado na Colômbia (CHARDON, 1930; DENNIS,1970), Equador (DENNIS,1970), Venezuela (CHARDON, 1930; DENNIS, 1970); infectando P. persea foi registrado no Equador (SEAVER, 1928).

No mundo P. gratissima encontra-se distribuída na Colômbia, Costa Rica, República Dominicana, Equador, Haiti, México, Porto Rico e Venezuela (MYCOBANK, 2015).

CONTROLE:

Embora o fungo P. gratissima seja difundido e comum, o seu efeito sobre o hospedeiro não foi devidamente estudado (GARCÀ e ORTIZ, 1984). Assim basicamente não se encontram recomendações de controle para a crosta-negra-do-abacateiro.

Controle cultural: Recomenda-se também retirar e eliminar as folhas doentes que caíram, pois estas são fonte de inoculo da doença. Em caso de plantio para recomenda-se plantar as arvores com um espaçamento maior para não adensar e facilitar a epidemia.

Controle químico: Não existe nenhum produto registrado, no Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento, (MAPA) para o controle dessa doença (AGROFIT, 2015). Porém contém para a espécie Phyllachora torrendiella, doença do Coqueiro, não contendo registros de fungicida para o controle deste fungo. Vários trabalhos de pesquisa têm sido realizados para possibilitar o controle químico deste patógeno, mas a utilização desta técnica em grandes culturas é considerada inviável devido ao tamanho das plantas (AGROFIT, 2015).

Controle genético: A busca de variedades resistentes seja mediante a seleção dentro dos recursos genéticos existentes, seja mediante a geração de novas variedades por hibridação, é um método que até o momento não se é utilizado para P. americana no controle da doença crosta-negra-do-abacateiro.

Controle biológico: Também não se tem relatos de controle biológico empregados no controle dessa doença. Estudos com esse tipo de controle, geralmente, são feitos para espécies de grande interesse econômico.

LITERATURA CITADA:

AGROFIT, sistema de agrotóxicos fitossanitários. Disponível em: . Acesso em: maio de 2015.

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CIFERRI, R. Mycoflora Domingensis Integrata. Quaderno 19: 1-539. 1961.

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ESQUIVEL, A.R.E., La Mancha Folha tar Cassia fistula L. (Fabaceae), causada por Henn Phyllachora bakeriana.(Fungi Phyllachoraceae) no Panamá. 2009.

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