quinta-feira, 1 de setembro de 2016

BoletimTécnico (1-2016): FERRUGEM DO JAMBO AMARELO (Syzygium jambos) CAUSADO POR Puccinia psidii

FERRUGEM DO JAMBO AMARELO (Syzygium jambos) CAUSADO POR Puccinia psidii

Gabriel Pereira de Souza

Acadêmico do curso de Agronomia


INTRODUÇÃO

            O jambo-amarelo Syzygium jambos (L.) Auston (sinonímia: Eugenia jambos L.) (Myrtaceae), conhecido vulgarmente como “jambo amarelo, jambo-comum, jambo-da-índia, jambo-cheiroso ou jambo-verdadeiro”, é uma espécie arbórea originária da Ásia Tropical (Leste da Índia e Malásia). Não foram encontrados registros sobre a época de introdução do Syzygium jambos na Mata Atlântica brasileira. No entanto, é bastante sensato acreditar que a as primeiras introduções tenham ocorrido entre os séculos XVIII e início do século XIX (CARVALHO, 2005).
            O jambeiro é uma espécie de arvore sempre-verde, tolerante a sombra, que se estabelece melhor em condições de forte sombreamento, onde ocupa o estrato médio da floresta. Possui grande plasticidade à condições ambientais adversas, e fácil adaptação à ambientes de florestas tropicais úmidas. Apresenta diferentes utilidades ao uso humano. Seus indivíduos são usados como quebra ventos e para controle de erosão. Sua madeira é amplamente usada como combustível e para extração de tanino. Embora apresente baixa qualidade, sua madeira também é usada na construção civil e confecção de artesanatos. Seus frutos são bastante apreciados para consumo humano e usados para produção de doces e geleias. Em algumas regiões, madeira, raízes, frutos e sementes costumam ser utilizados na medicina popular.  Existe o interesse no cultivo da espécie, que pode ser observada como árvore ornamental em diversas cidades e áreas rurais (CARVALHO. 2005)
            O fungo Puccinia psidii ataca indistintamente todos os tecidos novos das plantas em desenvolvimento. Em plantas adultas, inicialmente aparecem pequenas pontuações amareladas e necróticas, que evoluem para manchas circulares, necróticas, de coloração amarela, recobertas por uma densa e pulverulenta massa, de coloração amarela - viva, formada pelos uredósporos e teliósporos do fungo. Com o tempo, essa massa amarela desaparece, permanecendo somente a área necrótica e seca, frequentemente apresentando rachaduras. Sendo assim, de grande importância, podendo causar em ataques intensos, perdas na ordem de 80 a 100% dos frutos. Estes quando atacados desde as primeiras fases de desenvolvimento, caem em grande quantidade ou permanecem na planta e mumificam-se (KIMATI et al., 1997). 
            A ferrugem é uma das principais doenças da família Mirtaceae, sendo causada pelo fungo P. psidii, e sabe-se hoje que todos os membros dessa família botânica são hospedeiros para a doença. Portanto, ficou conhecida como “Ferrugem das Mirtáceas”. Trata-se de uma ferrugem neotrópica, nativa da América do Sul e encontra-se amplamente distribuído nas Américas do Sul e Central e nas ilhas do Caribe (FOURNIER et al., 1998), com um imenso número de hospedeiros nativos, silvestres ou cultivados. Mas, a capacidade notável de P. psidii de se adaptar e infectar mirtáceas importadas e não originárias da América do Sul, caso do jambeiro e do eucalipto, traz um problema ainda maior para o cultivo dessas espécies (FIGUEREIDO, 2001) .

Objetivos

            O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle de ferrugem do jambo amarelo causado por Puccinia psidii.

DESENVOLVIMENTO

Hospedeiro/cultura: Jambo-amarelo (Syzygium jambos (L.) Alston)

Família Botânica: Myrtaceae

Doença: Ferrugem

Agente Causal: Puccinia psidii G. Winter

Local de Coleta: Urutai /GO

Data de Coleta: 25/02/2015

Sinonímias: Bullaria psidii (G. Winter) Arthur & Mains (1922) e, também, Dicaeoma psidii (G. Winter) Kuntze (1898) (INDEX FUNGORUM, 2015).

Taxonomia: O fungo pertence ao reino Fungi, divisão Basiodiomycota, classe Pucciniomycetes, ordem Pucciniales, família Pucciniaceae, gênero Puccinia psidii G. Winter (INDEX FUNGORUM, 2015).


Sintomatologia: O patógeno infecta tecidos jovens como folíolos, inflorescências, gemas e frutos novos (SILVEIRA, 1951; GALLI, 1980; SOUZA, 1985; FERREIRA, 1989).
            Nas folhas os sintomas têm início com pequenas manchas amareladas (Fig. 1G), geralmente circulares elípticas, recoberta pela cutícula da planta. Com o desenvolvimento da doença estas manchas aumenta de tamanho se rompe a massa de urediniósporos produzida pelo patógeno. Neste estádio as manchas são denominadas pústulas e apresentam coloração amarelas ou alaranjadas (Fig.1C). Quando mais velhas, as manchas tornam se castanhas ou pretas em decorrências do surgimento dos teliósporos sucedâneos dos urediniósporos.  As pústulas apresentam salientes em relação a superfície foliar e podem coalescer quando a doença ocorrem com alta intensidade (SANTOS & MENDES, 2015).
            Portanto Santos & Mendes (2015), afirma que com o passar do tempo, essa massa amarela desaparece, permanecendo apenas uma área necrótica seca e frequentemente apresentando rachaduras (Fig. 1F.). É quando em condições ambientais favoráveis à doença, as lesões se coalescem, ocasionando a morte do limbo, resultando em grande perda de tecidos e queda das folhas.
          Segundo JUNQUEIRA et al. (2001) nas flores e nos botões florais quando são atacados pela ferrugem na fase inicial do seu desenvolvimento, exibem lesões circulares, de diâmetros variáveis e são recobertas por uma massa pulverulenta de coloração amarela intensa que podem causar a perda parcial ou total da produção. Nos ramos e frutos a ferrugem produz manchas recoberta por uma densa massa pulverulenta amarela, constituída por urediniósporos do patógeno quando ocorrem a coalescência destas lesões, os ramos novos e os frutos jovens podem ficar totalmente recobertos por essa massa (Fig.1D). As manchas com o decorrer do tempo podem se torna necróticas (BERGAMIM FILHO et al., 2011). Os frutos que forem atacados e que permanecerem na planta mumificam-se, tornando-se deformados e sem valor comercial, servindo como uma porta de entrada para vários microrganismos secundários responsáveis por podridões (JUNQUEIRA et al., 2001).


Figura 1. Ferrugem das mirtáceas causada por Puccinia psidii nas folhas de jambo amarelo. A. Plantas com sintomas em brotos jovens (bar: 2mm). B. Detalhe do broto jovem com abundante pulverulência (bar: 3 mm). C. Ramo com superfície apresentando abundante pulverulência de coloração alaranjada (bar:1 mm). D. Pecíolos da sépala em fruto de jambo com presença de (bar: 4 mm). E. Detalhe da lesão, mancha foliar necrótica com halo clorotico avançado na face abacial (bar: 5 mm). F. Face adaxial mostrando com detalhe mancha esférica e necrótica com halo amarelo e clorotico (bar: 4mm). G. Sintoma de lesão pulverulenta na face adaxial em estagio de formação abundante de urediniosporos (bar: 6 mm). H. Face abaxial apresentando pulverulência (bar: 6 mm).


Etiologia: O fungo causador da doença, P. psidii, um basidiomiceto pertencente à ordem Uredinales, é um parasita obrigatório e apresenta alta especificidade em relação ao hospedeiro. A colonização dos tecidos vegetais é feita através do crescimento micelial intercelular e da emissão de haustórios intracelulares (KIMATI et al., 1995)
            O fungo P. psidii é um patógeno de ciclo curto, da qual se conhecem seus estádios I – écio (FIGUEIREDO et al., 1984), II – urédia, III – télia e IV – basídio (MACLACHLAN, 1938; FERREIRA, 1983). Até então o estádio espermogonial é desconhecido, mas é provável que não exista. O estádio I – écio apresenta a mesma morfologia do estádio II – urédia e teve sua ocorrência mostrada, até o momento, apenas no jambeiro (FIGUEIREDO et al., 1984), mas provavelmente também ocorra nas demais mirtáceas hospedeiras do patógeno. O estádio II é constantemente produzido em condições naturais ou em inoculações artificiais e, inclusive, é por meio de suas pústulas uredospóricas, de coloração amarela que, em termos práticos, se faz o diagnóstico da doença em condições de campo. Individualmente, uma pústula bem desenvolvida pode ter mais de 20 urédias, cada uma com 0,2 – 0,3 mm de diâmetro. As pústulas podem interligar-se, e isso acontece, especialmente quando os primórdios foliares e as partes apicais tenras dos galhos e da haste principal se mostram totalmente cobertos pela esporulação. Esta esporulação aparece tomando ambas as faces dos primórdios foliares, mas, nas folhas um pouco mais desenvolvidas, é muito mais abundante nas faces inferiores dos limbos. Os urediniósporos variam quanto à forma, predominando os piriformes e de esféricos a ovais, que apresentam leves esquinulações na parede externa e medem 10-20 x 15-25 μm (Tab. 1).
            Dessa forma, necessita de hospedeiro vivo para seu desenvolvimento e, em função da sua especialização em relação ao hospedeiro, geralmente não possui hospedeiro alternativo. Portanto nos trópicos, o patógeno sobrevive principalmente na forma de urediniósporos que, geralmente, permanecem sobre plantas voluntárias após a colheita. Mas em muitas situações, os teliósporos atuam como estruturas de resistência e garantem a sobrevivência do patógeno na ausência do hospedeiro (KIMATI et al., 1995).
           Em plantas de jambeiro os teliósporos têm sido facilmente encontrados, na época mais quente do ano, de dezembro a março, sendo, inclusive, as pústulas constituídas de mistura de teliósporos e urediniósporos, reconhecidas a olho nu por suas tonalidades mais castanhas, em contraste com as pústulas amarelo-vivas, que contêm apenas urediniósporos. Os teliósporos de P. psidii são pedicelados, bicelulares, clavados, achatadamente, muitos com uma papila apical na parede da célula posterior e medem 15-28 x 30-60 μ m (FERREIRA, 1989).



Figura 2. Sinais de Puccinia psidii oriundo de folhas de jambo amarelo A. Corte histológico mostrando a interação do fungo com a parede celular do vegetal na fase da urédia (bar: 145 μm). B. Urediniósporo (bar: 25 μm). C. Urediniósporos (bar: 15 μm). D. Teliósporos com papila visível (bar: 37 μm). E. Teliósporos com pedicelo visível (bar: 10 μm). F. Teliósporo sem papila (bar:27 μm). G. Teliósporo com pedicelo desenvolvido (bar: 42 μm). H Teliósporos bicelulares e clavados (bar:19,7 μm). I. Urediniósporos esféricos e clavados (bar: 15 μm). J. Teliósporos e Urediniósporos (bar: 9 μm).


Tabela 1. Aspectos morfológicos e morfométricos de Puccinia psidii identificado em jambo-amarelo comparado com dados morfológicos descritos por Kimati et al. (1997).

Características morfológicas
Isolado
KIMATI et al. (1997)
Dimensão da lesão
4-(3)-2 mm
5 mm
Dimensão do Urediniósporos
17,07 - ( 19,26 ) - 11,42 X 25,14 - (14,71 ) -16,49 μ m
10 x 20 a 15 x 25  μ m
Forma do Urediniósporos
Esférica, elíptica e  clavada
Piriformes, esféricas ou ovais
Dimensão do Teliósporos 
21,45 - (17,59) - 13,68 X 42,4 - (34,82 ) - 24,83 μ m
15-28 x 30-60 μ m
Dimensão do pedicelo

Nd
Forma do Teliósporos
Clavado
Clavado
Número de células do teliósporos
Bicelular
Bicelular


Epidemiologia: O fungo P. psidii apresentou 725 registros de ocorrência infectando os seguintes hospedeiros: infectando Abbevillea maschalantha no Brasil (HENNEN, et al. 1982.), Acmena hemilampra, Acmena smithii, Anetholea anisata ,Asteromyrtus brassii, Austromyrtus dulcis, Austromyrtus sp., Austromyrtus tenuifolia, Backhousia angustifolia, Backhousia bancroftii, Backhousia citriodora, Backhousia hughesii, Backhousia leptopetala, Backhousia myrtifolia, Backhousia oligantha , Backhousia sciadophora  na  Australia (PEGG, et al. 2013), Acmenosperma claviflorum na Australia  (PEGG, et al.  2014), Agonis flexuosa na Australia ( ROUX et al. 2013), Callistemon speciosus, Campomanesia adamantium, C. aurea, C. maschalantha e C. moschalantha  no Brasil (MENDES, et al. 1998.), Calycorectes riedelianus no  Paraguai (LINDQUIST. 1982), Chamelaucium uncinatum, Corymbia citriodora subsp. variegata, Corymbia henryi, Corymbia torellianaDarwinia citriodora, Decaspermum humile na  Austrália (GIBLIN. 2013), Eucalyptus camaldulensis em Taiwan (PEGG, et al. 2013), E. capitata, E. citriodora, E. grandiflora, E. phoenicea, Eugenia stipitata, E. uvalha, no Brasil (PEGG, et al. 2013), Eucalyptus carnea, E. cloeziana, E. curtisii, E. grandis, E. phaeotricha, E. planchoniana, Eucalyptus sp., E. tereticornis, E. tindaliae  na Austrália (GIBLIN, 2013), E. globulus, Eugenia brachythrix na Jamaica (DALE, 1955), E. brasiliensis, E. cambucae, E. dysenterica, E. grandis, E. malaccensis no Brasil (HENNEN, et al. 1982.), Eugenia caryophyllata, E. glaucescens, E. jambos na  Argentina, Brasil, Colômbia, Cuba, República Dominicana, Jamaica, Paraguai e Porto Rico (LINDQUIST, 1982.), Eugenia natalitia na Austrália, Eugenia pungens  na Argentina, Brasil e Uruguai  (GIBLIN, 2013), Eugenia reinwardtiana  na Australia, Eugenia sp. Argentina, Brasil, Costa Rica, Jamaica (HENNEN et al. 1982.), Eugenia uniflora  no Australia e Brasil, Eugenia zeyheri, Gossia acmenoides, G. bamagensis,  G. bidwillii,  G. floribunda,  G. fragrantissima,  G. gonoclada,  G. hillii,  G. inophloia,  G. lewisensis,  G. macilwraithensis,  G. myrsinocarpa, G. punctata na Austrália (GIBLIN, 2013 ), Heteropyxis natalensis na  África (ALFENAS, 2005), Homoranthus melanostictus, H. papillatus,  H. virgatus, Hypocalymma angustifolium, Heteropyxis natalensis  na  África, Homoranthus melanostictus, H. papillatus, H. virgatus, Hypocalymma angustifolium na  Austrália (HENNEN, et al. 1982. ), Jambosa jambos no Brasil, Colômbia, Cuba, Paraguai e Porto Rico (HENNEN et al. 1982.), Jambosa vulgaris em  Cuba, Lenwebbia lasioclada, L. prominens, Lenwebbia sp., Leptospermum liversidgei,  L. luehmannii,  L. madidum,  L. petersonii,  L. semibaccatum,  L. trinervium, Lindsayomyrtus racemoides, Lophostemon suaveolens, Melaleuca fluviatilis, M. formosa,  M. leucadendra,  M. leucadendron,  M. linariifolia,  M. nervosa,  M. nesophila,  M. nodosa,  M. pachyphylla,  M. paludicola,  M. polandii,  M. salicina,  M. saligna,  M. viminalis,  M. viridiflora, Metrosideros collina ,  M. kermadecensis, Mitrantia bilocularis na AustráliaMetrosideros polymorpha  no Hawai e Japão, Myrcia caracasana na Venezuela, Myrcia jaboticaba no Brasil (CHARDON et al., 1930), Myrcia sp. no Brasil, Myrcia stenocarpa, Myrcia xylopioides na Colômbia, Myrcianthes pungens no Uruguai, Austrália e Brasil, Myrciaria jaboticaba, Myrciaria plicato-costata, Myrtaceae no Brasil e Colômbia (CHARDON et al. ,1930), Phyllocalyx involucratus no Brasil, Pilidiostigma glabrum, Pilidiostigma tetramerum, Pimenta acris na Jamaica, Pimenta dioica no Brasil, EUA, Jamaica, Mexico, Pseudomyrcianthes pomifera, Pseudomyrcianthes pyriforme, Psidium araca, Psidium guineense, Psidium incanescens, Psidium sp. no Brasil, Rhodamnia angustifolia, R. arenaria,  R. argentea,  R. blairiana,  R. costata,  R. dumicola,  R. glabrescens,  R. maideniana,  R. pauciovulata,  R. rubescens,  R. sessiliflora,  R. spongiosa, Rhodomyrtus tomentosa, Rhodomyrtus trineura subsp. capensis, Ristantia waterhousei, Sphaerantia discolor, Stockwellia quadrifida, Syzygium angophoroides, S. apodophyllum, S. aqueum,  S. argyropedicum,  S. armstrongii,  S. australe,  S. bamagense,  S. banksii,  S. boonjee,  S. canicortex na Austrália. Syzygium jambos na Austrália, Brasil, China, Colômbia, Costa Rica, EUA, Havai e Uruguai, Tristania neriifolia, Tristaniopsis exiliflora, T. laurina, Uromyrtus tenella, Waterhousea floribunda, W. hedraiophylla,  W. mulgraveana,  W. unipunctata, Xanthostemon chrysanthus, X. oppositifolius, X. youngii na Austrália (GIBLIN,  2013; FARR & ROSSMAN, 2015).
             No mundo tem sido registrado este patógeno em vários gêneros e 154 espécies de plantas hospedeiras representadas por Myrtales nas famílias Heteropyxidaceae sobre o gênero Heteropyxis e Myrtaceae sobre os gêneros Abbevillea sp., Callistemon sp., Calycorectes sp., Campomanesia sp., Eucalyptus sp., Eugenia sp., jambosa sp., Marlierea sp., Melaleuca sp., Myrcia sp., Myrciaria sp., Phyllocalyx sp., Pseudomyrcianthes sp., Psidiopsis sp.,  Psidium sp., Siphoneugena sp. e Syzygium sp. (FARR, & ROSSMAN, 2015).
            Este fungo  infecta vários gêneros e um númeras  espécies nas Myrtales, que inclui culturas arbóreas de importância econômica tais como Eucalyptus spp, officinalis pimento (pimenta da Jamaica), Psidium guajava (goiabeira) e Syzygium aromaticum (cravo). A espécie P. psidii é endémica das Américas. Embora Eucalyptus originado na Austrália e na região do Sudeste da Ásia são suscetíveis a P. psidii. A ferrugem pode produzir danos significativos em mudas e árvores jovens no  Mundo e é uma ameaça potencial para a os vários milhões de hectares de plantações de eucalipto em todo o mundo. Devido a isto, muito controle  e realizdo  para que a ferrugem não se espalhe para novas áreas (COUTINHO, et al. 1998). A goiabeira - P. psidii causa uma doença grave em  goiaba infectando  folhas, caules e frutos, causando desfolha e mumificar frutos quando a infecção ocorre no início. Esta ferrugem também ataca folhagem, inflorescências, e jovens suculentos frutos, eucalipto e Syzygium (FARR, & ROSSMAN,2015).
          Para BLUM e DIANES (2001), a formação de orvalho é um dos fatores determinantes de novas infecções e produção de novos urediniósporos de P. psidii. Além da formação de orvalho, outras condições ambientais favoráveis como temperaturas menores que 20 °C, umidade relativa alta, em torno de 80%, e longo período de molhamento são necessárias à germinação, penetração e infecção do fungo, além de favorecer também elevados índices de produção de esporos e aumento da doença. Já temperaturas muito elevadas são adversas ao patógeno e, caso a infecção já tenha ocorrido, induzem à formação de teliósporos (estruturas de resistência), além de ocorrer necrose de parte do tecido foliar e, posteriormente, senescência da folha infectada (APARECIDO, 2009).
            Portanto, a disseminação pode ocorrer a curtas ou a longas distâncias através do vento, da água, insetos e outros agentes disseminadores. A água, na forma de respingos, tem papel importante na disseminação dos esporos dentro da planta ou para plantas vizinhas. O vento, no entanto, é o agente de maior importância. Além de promover a disseminação dentro da planta e para plantas próximas, dessa forma, promove uma distribuição eficiente do inóculo em amplas áreas geográficas (KIMATI et al., 1995).
            As espécies deste patógeno tem ocorrência neste seguinte países: Austrália, América do Sul, América Central e Caribe, América do Norte, México, EUA, África (África do Sul). Relatórios da Ásia (Taiwan, Índia) não são confiáveis (INDEX FUNGORUM, 2015). Além do jambo-amarelo, o mesmo fungo foi identificado em mais outras 153 hospedeiras, como por exemplo em goiaba, Psidium guajava, na Argentina, no Brasil e na Colômbia, espécies de Eucalipto, como Eucalyptus captata registrado no Brasil, no Uruguai entre outras (FARR & ROSMAN, 2011)

CONTROLE

            Controle cultural: Portanto utiliza as praticas culturais como: Promover um melhor arejamento e insolação do pomar através de podas e desfolhas. Realizar a poda em períodos com condição climática desfavorável à ocorrência da doença. Erradicar das proximidades do pomar variedades muito susceptíveis e/ou Mirtáceas que possam servir de fonte de inoculo permanente, e, se possível instalar o pomar em locais que apresentem baixa umidade relativa ou menor período chuvoso. . Realizar adubação adequada, de acordo com a análise do solo, evitando excesso de adubação nitrogenada (AGROFIT, 2015).

            Controle químico: utiliza pulverizações preventivas com fungicidas cúpricos que podem ser realizadas em frutos com até 3 cm de diâmetro. Após este tamanho, os frutos são sensíveis ao cobre. Quando as pulverizações preventivas não controlarem a doença, realizar pulverizações curativas com o uso de produtos à base de oxicloreto de cobre, hidróxido de cobre, óxido cuproso e calda bordalesa (AGROFIT. 2015). Para a cultura do jambo amarelo não há registros de ingredientes ativos, mas para controle de p. psidii existe somente produtos registrados para a cultura da goiaba e estes são representado por: ciproconazol (triazol)®, azoxistrobina (estrobilurina) + difenoconazol (triazol)® , azoxistrobina (estrobilurina)®, oxicloreto de cobre® (inorgânico), Óxido Cuproso® (inorgânico) , bromuconazol® (triazol) , tebuconazol® (triazol) , tebuconazol (triazol) + trifloxistrobina® (estrobilurina), Sulfato tribásico de Cobre® (inorgânico), sulfato de cobre® (inorgânico)  e azoxistrobina® (estrobilurina) (AGROFIT. 2015) .
            Desde a década de 1980, o triadimenol é o fungicida mais utilizado para o controle da ferrugem. No mercado há vários fungicidas eficientes para o controle de ferrugens, conforme a tabela acima, como as estrobilurinas e os triazóis. As estrobilurinas têm atividade biológica variada e potencial de controle de ampla gama de fungos. Inibem a respiração mitocondrial ao bloquearem a transferência de elétrons entre os citocromos B e C, o que interfere na formação de ATP, atuando nos estádios de pré-penetração e inibindo a germinação de esporos, o desenvolvimento de tubos germinativos e a formação de apressórios. Apresentam, também, ação curativa, por inibirem o desenvolvimento do fungo nos estágios pós-germinação e causarem o colapso do micélio dentro do tecido colonizado, bem como ação anti-esporulante (ZAUZA, et al., 2008).
             Segundo ZAUZA, et al., 2008, a maioria dos fungicidas do grupo dos triazóis Tem efeito fungitóxico elevado, porque ocorre a penetração e translocação rápida nos tecidos vegetais, o que evita perda por lixiviação, tornando o efeito residual prolongado, assim e age como protetor nos eventos pré-penetração e como curativo nos eventos pós-penetração, mas  este  tem ação sistêmica acropetal, inibindo a biossíntese de esteróis, especialmente do ergosterol. A deficiência desse esterol e o acúmulo de compostos intermediários induzem a formação de membranas alternativas e a desorganização celular.

            Controle Genético: Para Kimati, et al. (1995) as forma mais viável de controle e a utilização de variedades resistentes. Portanto, a resistência genética é o melhor controle da ferrugem, sendo menos poluente e mais econômico.  Dessa forma, o melhoramento genético para resistência durável é a alternativa de continua superação da resistência das cultivares, devido a alterações na população patogênica, que resultam em novas raças (BARCELLOS, 2007).

LITERATURA CITADA
AGROFIT, disponível em: http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons. Acessado em: 06/05/2015.

ALFENAS, A.C., ZAUZA, E.A.V., WINGFELD, M.J., ROUX, J., E GLEN, M. 2005. Heteropyxis natalensis, a new host of Puccinia psidii rust. Australas. Pl. Pathol. 34: 285-286. (39912).

CHARDON, C.E., and Toro, R.A. 1930. Mycological explorations of Colombia. J. Dept. Agric. Porto Rico 14: 195-369. (5035)
 APARECIDO, C.C. Ecologia de Puccinia psidii, agente causal da ferrugem das mirtáceas. 2009. Artigo em Hypertexto. Disponível em: . Acesso em: 15/4/2015
BARCELLOS, A.L. Combate à Ferrugem. Cultivar. Junho de 2007.

BLUM, L.E.B.; DIANESE, J.C. Padrões de liberação de urediniósporos e desenvolvimento da ferrugem do jambeiro. Pesquisa Agropecuária Brasileira. Brasília – DF. 2001.
Carvalho F.A. SYZYGIUM JAMBOS (L.) AUSTON – UMA INVASORA NA MATA ATLÂNTICA?. 2005.13f. Dissertação (Doutorado em Ecologia) - Universidade de Brasília, Brasília, 2005.

COUTINHO, T.A., WINGFIELD, M.J., ALFENAS, A.C., and Crous, P.W. 1998. Eucalyptus rust: a disease with the potential for serious international implications. Pl. Dis. 82: 819-825.

GIBLIN, F. 2013. Myrtle rust report: New Caledonia. University of the Sunshine Coast : 1-18. (46706)

FOURNIER LA, DI STEFANO JF, CARRANZA J, MARIN W, MORA A, 1998. potencial invasivo de Syzigium jambos (Myrtaceae) em fragmentos florestais: o caso de Costa Rica. Revista de Biologia Tropical, 46: 567-573.

Disponível em : http://www.indexfungorum.org/names/Names.asp . Acesso em: 12 de abrilde 2015.


FARR & ROSMAN, SBML Systematic Botany of Mycological Resources. Disponível em:. Acesso em: 15 de abril de 2015.

 FIGUEIREDO, B.M. Palestra: Doenças Fúngicas emergentes em Grandes Culturas. Centro de Pesquisa e Desenvolvimento de Sanidade Vegetal do Instituto Biológico. São Paulo – SP. 2001
Hernández, J.R. Systematic Mycology and Microbiology Laboratory, ARS, USDA. 27 February 2006. Invasive Fungi. Puccinia psidii. Retrieved April 13, 2015, from /sbmlweb/fungi/index.cfm .
Hennen, J.F., Hennen, M.M., and Figueiredo, M.B. 1982. [Index of the rust fungi (Uredinales) of Brazil]. Arch. Inst. Biol. (Sao Paulo), Suppl. 1 49: 1-201. (5819)

INDEX FUNGORUM. Disponível em: . Acesso em: 28 de março de 2015.

JUNQUEIRA, N.T.V.; ANDRADE, L.R.M.; PEREIRA, M.; LIMA, M.M.; CHAVES, R.C. Doenças da Goiabeira no Cerrado. Circular Técnica nº15. EMBRAPA CERRADOS. Planaltina-DF. 2001

KIMATI, H.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A.; CAMARGO, L.E.A.; REZENDE, J.A.M. Manual de Fitopatologia: doenças das plantas cultivadas. , Vol. II, Editora Agronômica Ceres Ltda, São Paulo SP. 1997.

KIMATI, H.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A. Manual de Fitopatologia: princípios e conceitos. 4a Ed, Vol. I, Editora Agronômica Ceres Ltda, São Paulo SP. 2011.
Kern, F.D., Thurston Jr., H.W., and Whetzel, H.H. 1933. Annotated index of the rusts of Colombia. Mycologia 25: 448-503. (5034)

LINDQUIST, J.C. 1982. Royas de la Republica Argentina y Zonas Limitrofes. Inst. Nacional de Tecnologia Agropecuaria., 574 pages. (11172)

MENDES, M.A.S., DA SILVA, V.L., DIANESE, J.C., and et al. 1998. Fungos em Plants no Brasil. Embrapa-SPI/Embrapa-Cenargen, Brasilia, 555 pages. (34636)

Pardo-cardona, V.M. 1998. Registros nuevos para la flora de Uredinales (royas) de Colombia. Rev. Acad. Colomb. Cienc. 22: 347-354. (36874)

PEREZ, C.A., WINGFIELD, M.J., ALTIER, N.A., SIMETO, S., AND BLANCHETTE, R.A. 2011. Puccinia psidii infecting cultivated Eucalyptus and native myrtaceae in Uruguay. Mycol. Progr. 10: 273-282. (45120)

ROUX, J., GREYLING, I., COUTINHO, T.A., VERLEUR, M., AND WINGFIELD, M.J. 2013. The Myrtle rust pathogen, Puccinia psidii, discovered in Africa. IMA Fungus 4: 155-159. (46705)

SANTOS, C. E. N., MENDES, M. A. S.; 2015.
http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons. Acessado em: 06/05/2015

ZAUZA, E.A.V; COUTO, M.M.F.; MAFFIA, L.A.; ALFENAS, A.C. Eficiência de Fungicidas Sistêmicos no Controle da Ferrugem do Eucalyptus Departamento de Fitopatologia da Universidade Federal de Viçosa (UFV), 2008.










Boletim Técnico (1-2016): BOLOR VERDE DA LARANJA (Citrus sinensis) CAUSADO POR Penicillium digitatum

BOLOR VERDE DA LARANJA (Citrus sinensis) CAUSADO POR Penicillium digitatum

Érica de Castro Costa

Acadêmico do curso de Agronomia

INTRODUÇÃO
A laranja (Citrus sinensis L. Osbeck – Rutaceae) fruto da laranjeira é uma deliciosa fruta cítrica e uma das frutas mais cultivadas no mundo todo. Sua origem é controversa, diz-se que pode ser oriunda da Índia, China ou Vietnã, mas sabe-se de fato que a laranja é consumida desde à antiguidade. Seu tronco e ramos apresentam casca castanho-acinzentada e são um tanto tortuosos. As folhas são verdes, coriáceas, brilhantes e muito aromáticas (PATRO, 2013).
A frutificação pode-se estender durante todo o ano, mas é mais abundante no outono. Há cerca de 100 variedades de laranja produzidas em escala comercial. No Brasil, as diferentes variedades de laranja são classificadas em três grupos principais. As laranjas de umbigo, próprias para a mesa, caracterizadas pela presença de um fruto rudimentar no ápice do fruto; as laranjas comuns, mas ácidas e próprias para sucos; e as laranjas de baixa acidez, como a laranja-do-céu, de sabor mais suave, muito doce e pouco ácida (PATRO, 2013).
O Brasil é o maior produtor mundial de laranja, respondendo por cerca de 30 % da produção da fruta, 50% da produção de suco, com participação de 85 % do suco comercializado internacionalmente. O cultivo de espécies cítricas está assentado em uma área aproximada de 839 mil hectares, dos quais 77 % se encontram localizados na região Sudeste do País. Cerca de 80 % da produção de laranja no Estado de São Paulo é destinada à industrialização, cujo suco produzido é exportado para países como Rússia, Bélgica, Países Baixos, Estados Unidos e Japão, sendo os 20 % restantes destinados ao consumo “in natura”, tanto para mercado interno como para exportação segundo o AGRIANUAL de 2011 (KUPPER et al., 2013).
A exportação brasileira de laranja in natura não atinge 0,5 % da produção nacional, sendo, portanto, marginal. Mesmo assim, lidera em volume, tendo alcançado 99,2 mil toneladas, que renderam ao país 20,4 milhões de dólares em 1996. Problemas com variedades, doenças, etapas pós-colheita e embalagens contribuem para resultados pouco expressivos (FRANCO e BETTIOL, 2000).
Doenças em pós-colheita reduzem a quantidade e a qualidade de frutos comercializáveis e, em citros, podem provocar grandes perdas (FORNER et al., 2013). O bolor-verde é a principal doença pós-colheita dos citros e está disseminada em todos os países produtores, afetando todas as espécies cítricas. Sua ocorrência depende muito das condições climáticas e da forma de manipulação dos frutos, desde o pomar até a chegada ao consumidor, podendo ocorrer tanto no armazenamento como no transporte do produto (LARANJEIRA et al., 2005).
O bolor-verde é uma podridão mole dos frutos com posterior cobertura da lesão pelo micélio branco e por grande número de esporos verdes do fungo. Os esporos maduros soltam-se com grande facilidade a qualquer movimento ou impacto sobre os frutos afetados. Assim, são facilmente dispersos pelo manuseio, pela agitação ou exposição dos frutos à correntes de ar. A infecção é dependente de ferimentos, podendo ocorrer em qualquer etapa a partir da maturação dos frutos. Temperaturas em torno de 24 ºC são consideradas ótimas e maiores que 30 ºC ou menores que 5-7 ºC paralisam o crescimento do fungo. Em “packing houses”, devido à presença constante de frutos sadios e doentes, os ciclos de infecção e esporulação podem ocorrer repetidas vezes no período de colheita (LARANJEIRA et al., 2005).
O gênero Penicillium possui três espécies de importância na podridão de frutos cítricos, a saber: P. digitatum, P. italicum e P. ulaiense. Esse gênero é caracterizado por possuir conidióforos que surgem do micélio ou únicos (P. digitatum e P. italicum) ou em forma de sinêmios (P. ulaiense), ramificados próximos ao ápice, penicilados (formato de vassoura), terminando em um grupo de fiálides. Conídios (fialósporos) hialinos ou ligeiramente coloridos, quando agrupados, formam massas, são unicelulares e, na sua maioria, globosos ou ovoides, formando no seco, cadeias basipetais (LARANJEIRA et al., 2004).
A espécie P. digitatum foi descrita por Sacc., publicada em Fungi italica autogr. del. 17-28: tab. 894 no ano de 1881.   As sinonímias registradas e existentes em literatura são Monilia digitata Pers. (1801), Mucor digitata Mérat. (1821), P. digitatum Sacc. (1881), Mucor cespitosus  L. (1753), P. digitatum var. californicum Thom (1930), P. digitatum var. latum S. Abe, (1956) (INDEX FUNGORUM, 2015).
De acordo com a pesquisa realizada no Banco de Dados - Fungus Host Distribution Database (2015) tem sido registrado a ocorrência do patógeno em 17 gêneros e 50 espécies de plantas hospedeiras representadas por P. digitatum mundialmente. Infectando a espécie de laranja (C. sinensis), nove espécies foram identificadas e representadas por P. citrinum, P. digitatum, P. fructigenum, P. glaucum, P. italicum, P. lutem, P. roseum, P. ulaiense e P. verrucosum (FARR & ROSSMAN, 2015).
Como forma de controlar esse patógeno vêm sendo utilizados o tratamento químico, a irradiação, a termoterapia, filmes plásticos e práticas culturais para reduzir o inóculo no campo. Os fungicidas do grupo dos benzimidazóis são os mais utilizados no Brasil. Entretanto, possuem várias restrições de uso, como a de selecionar estirpes de Penicillium sp. resistentes ao fungicida. Dessa forma, novos fungicidas vêm sendo estudados, mas ainda não possuem registro para uso em pós-colheita no Brasil. A situação se agrava no caso de frutos para exportação, uma vez que existem diferenças entre as legislações dos países consumidores na aceitação de determinados fungicidas, bem como na concentração de resíduos tolerada (FRANCO e BETTIOL, 2000).
Objetivo
         O objetivo deste boletim técnico é descrever a sintomatologia, etiologia, epidemiologia e controle do bolor-verde da laranja causado por Penicillium digitatum.
DESENVOLVIMENTO
Hospedeiro/cultura: Laranja (Citrus sinensis L. Osbeck)                           
Família Botânica: Rutaceae
Doença: Bolor-verde
Agente Causal (Teleomorfo): Penicillium digitatum Sacc. (1881)
Local de Coleta: Orizona, GO
Data de Coleta: 17/03/2015
Taxonomia: A fase teleomórfica pertence ao reino Fungi, filo Ascomycota, classe Eurotiomycetes, ordem Eurotiales, família Trichocomaceae. A fase anamórfica pertence ao Reino Fungi, grupo incerto dos Fungos Mitospóricos, subgrupo dos hifomicetos, gênero Penicillium sp., espécie Penicillium digitatum (INDEX FUNGORUM, 2015).
Sintomatologia:
O fruto analisado estava com cerca de 50 % de área total infectada e apresentava seis cm de diâmetro de lesão, apresentando parte de micélio de coloração verde-oliva (Fig. 1A) representada pela produção de conídios, sendo circundada por uma de coloração esbranquiçada representada pelo micélio vegetativo (Fig. 1A). Em menos de sete dias, toda a área do tecido encontrava-se colonizada pelo patógeno, notando-se odor característico de azedo.
Os bolores causam podridões moles em frutos (Fig. 1A), que se iniciam por pequenas anasarcas na superfície da casca e que, rapidamente, aumentam de tamanho até tomarem todo o fruto. O fungo desenvolve um micélio branco (Fig. 1A) sobre o tecido afetado, que depois é revestido por uma densa massa de esporos, cuja cor varia em função do fungo envolvido. No bolor verde o revestimento é de cor verde-oliva e no bolor azul ele é azul no início, podendo depois adquirir a cor marrom-oliva. No bolor verde, o desenvolvimento das lesões é mais rápido. As massas de esporos verdes (Fig. 1A) são circundadas por uma ampla faixa de crescimento fúngico branco, que é separada da área sadia do fruto por uma estreita camada de tecido de casca encharcado ao seu redor é mais pronunciada. É comum encontrar frutos que apresentam mais de um tipo de bolor. Em condições de elevada umidade, as podridões moles provocam uma rápida e completa desintegração no fruto. Em ambiente seco, os frutos infectados murcham e mumificam (FEICHTENBERGER et al., 2005).
O primeiro estádio manifesta-se pelo surgimento de uma mancha circular mole de aspecto encharcado e pela ligeira descoloração da superfície afetada (Fig. 1A). Esta área mede aproximadamente 0,5 centímetros e cede facilmente à pressão dos dedos. O segundo estádio compreende o aparecimento de micélio na superfície do fruto e o desenvolvimento, no centro do micélio, de uma massa de esporos verdes. Em temperaturas favoráveis, em menos de dois dias, a lesão alcança tamanho entre quatro a cinco centímetros de diâmetro, atingindo as vesículas de suco. Circundando a esporulação verde (Fig. 1A) do patógeno, há uma faixa de micélio branco, e externamente a ela, uma região enrugada na casca, de consistência macia. A cor dos esporos é visível (Fig. 1A) geralmente em lesões de diâmetro maior que dois centímetros. Eles são inicialmente verde-claros, passando a verde-oliva à medida que envelhecem (LARANJEIRA et al., 2005).
Etiologia (Sinais):
As colônias (Fig. 1C) desse fungo desenvolvidas em meio Czapek tem uma aparência similar, apresentando um crescimento muito restrito, porém rápido. Possui superfície plana e pode formar uma cultura de coloração verde-alaranjado a cinza-oliváceo; forma um odor bastante forte; e desencadeia a queda do fruto. No verso da placa, tem-se uma coloração de palha a amarronzada ou oliva (ONIONS, 1966).  Para Samson et al. (2010), as colônias tem crescimento lento ou muito rápido em meio CYA à 25 ºC (diâmetro de 25-55 mm depois de sete dias), apresentando coloração amarelo ao marrom-esverdeado e superfície aveludada. No verso da placa apresenta colônia não sulcada e de coloração pálida a bege. Em meio MEA o conídio apresenta coloração amarela a castanho-esverdeado, com colônias velutinas, e no verso da placa apresenta uma coloração pálida. Em meio YES-agar o grau de esporulação é forte, de coloração bege para avelã no verso da placa, e apresentam crescimento rápido (diâmetro de 44-76 mm depois de sete dias). Em meio CREA, o crescimento é muito pobre e não há produção de ácido.
Os conidióforos (Fig. 1E) surgem da espécie ou hifas aéreas, estipes de 70 a 150 µm de comprimento, com paredes finas, lisas e terminando em penicílio; quando bem desenvolvidas são triverticilados, embora mais frequente biverticilados ou irregulares (LARANJEIRA et al., 2004). São pequenos e apresentam dimensões de 30 – 100 x 4-5 µm, são lisos e apresentam uma constrição na base ou um micélio sub emergente (ONIONS, 1966). A métula é variável possuindo 15-30 x 4-6 µm. As fiálides representam um tipo de célula conidiogênica. Quando está bem desenvolvida ela assemelha-se a uma vassoura (Fig. 1F). Podem possuir um formato assimétrico, irregular, apresentando grande variação do número e das dimensões das suas partes, e com poucas ramificações. Apresentam dimensões de 15-28 x 3-5 µm. Produzem conídios em cadeia (Fig. 1H), de formato elíptico. (ONIONS, 1966).
 Os conídios são variáveis, lisos, subglobosos ou cilíndricos, mas usualmente, apresentam formato elíptico (Fig. 1I). Possuem dimensões de 3,4-12 x 3-8 µm, usualmente apresentam 6-8 x 4-6 µm (ONIONS, 1966).  Já para Laranjeira et al. (2005) o tamanho dos conídios varia de 4 a 7 µm x 6 a 8 µm, com formato ligeiramente cilíndrico a ovalados (Fig. 1I), sendo catenulados (Fig. 1H) variando ligeiramente na forma e no tamanho, mesmo sendo originários do mesmo cordão de esporos. São muito frágeis e desprende das células conidiogênicas com facilidade.
Samson et al. (2010) descreve a micro morfometria de P. digitatum com conidióforos hialinos, irregulares, ramificados, consistindo de pequenas estirpes, 60-160 x 5,0-7,0 µm, com poucas métulas e ramos terminados em verticilos de 3-6 fiálides, cilíndrica e dimensões de 15-25 x 5-6 µm. As fiálides são muitas vezes solitárias, cilíndricas e curtas, de tamanho variável 10-20 x 4,0-5,0 µm. Os conídios são elipsoides a cilíndricos, de parede lisa, apresentam coloração verde-oliva quando em massa, de tamanho variável, mas principalmente 3,5-8 x 3,0-4,0 µm.

Tabela 1. Aspectos comparativos da morfologia e morfometria do isolado de P. digitatum com os isolados descritos por Onions (1966) e Samson et al. (2010). 
Características taxonômicas
Isolado Urutaí, GO (2015)
P. digitatum (Onions, 1966)
P. digitatum (Samson et al., 2010)
Coloração da colônia:
verde oliva a cinza oliváceo, com bordas esbranquiçadas (meio BDA)
verde alaranjado a cinza-oliváceo
CYA - amarelo ao marrom-esverdeado; MEA - amarelo a castanho-esverdeado; YES agar - bege para avelã
Características do Conidióforo:
       Dimensão (µm):
nd
30-100 x 4-5
60-160 x 5,0-7,0
       Coloração:
Hialina
nd
Hialina
       Ramificação:
poucas, geralmente 3 ramos
pouca ramificação
poucas métulas e ramos
Métula:
Presente
presente
Presente
       Dimensão (µm):
nd
15-30 x 4-6
15-25 x 5-6
Fiálide:
Presente
presente
presente (3 a 6)
        Dimensão (µm):
Nd
15-28 x 3-5
10-20 x 4-5
        Formato:
assimétrico, irregular
assimétrico, irregular
Cilíndricas
Características dos Conídios:
        Dimensão (µm):
3,43-(6,99)-8,89 x 2,54-(3,93)-6,78
6-8 x 4-6
3,5-8 x 3-4
        Formato:
ovóides e elípticos
subglobosos, cilíndricos ou elípticos
elipsoides e cilíndricos
        Produção de conídios:
catenulados
catenulados
Nd




Figura 1. Sintomas e sinais do bolor verde da laranja (Citrus sinensis) causado por Penicillium digitatum. A. sintoma da doença na superfície de um fruto maduro (bar = 13,1 mm), B. fruto contaminado após seis dias do teste de inoculação (bar = 23,9 mm), C. cultura em meio BDA nos quatro dias após a inoculação (bar = 23,6 mm), D. detalhe da margem esbranquiçada da cultura (bar = 3,5 mm), E. partes do conidióforo (bar = 8,14 µm), e1. estipe (ramo), e2. métula, F. (bar = 4,57 µm), G. célula conidiogênica fialídica (seta)(bar = 14,91 µm), H. conídios em cadeia basipetal (bar = 3,48), I. conídios ovóides e esféricos (seta)(bar = 12,22 µm).


Epidemiologia:
O bolor esverdeado dos frutos de laranja cresce rapidamente. A superfície dos frutos se tornam cobertos por uma massa branca inicialmente, e depois se tornam um verde-oliva a coloração devido a produção de conídios. O P. digitatum se diferencia de P. italicum, que apresenta uma coloração verde azulada e que pode reduzir a massa do fruto. O bolor verde é comum em todas as áreas de plantio de citros e é espalhado principalmente em frutos, causando a podridão dos mesmos em condições de armazenamento (ONIONS, 1966).
Eles sobrevivem saprofiticamente, em pomares e outros ambientes, sobre vários tipos de substratos orgânicos, na forma de conídios (FEICHTENBERGER et al., 2005). A infecção depende de ferimentos, podendo ocorrer em qualquer etapa a partir da maturação dos frutos. Além dos ferimentos, a temperatura é o outro fator importante para o desenvolvimento do bolor-verde. Temperaturas em torno de 24ºC são consideradas ótimas e maiores que 30 ºC ou menores que 5-7 ºC paralisam o crescimento do fungo. Em geral, à medida que ocorre diminuição da temperatura, o desenvolvimento do fungo é mais lento, e, portanto, os sintomas são menos evidentes (LARANJEIRA et al., 2005).
Em “packing houses”, devido à presença constante de frutos sadios e doentes, os ciclos de infecção e esporulação podem ocorrer repetidas vezes no período de colheita. Em contêineres, a infecção não ocorre de um fruto doente para um sadio adjacente, já que não há transmissão por contato (LARANJEIRA et al., 2005).
O bolor verde da laranja possui como agente causal a espécie P. digitatum descrita por Sacc., e publicada em Fungi italica autogr. del. 17-28: tab. 894 no ano de 1881. Apresenta 205 registros de patogenicidade infectando 17 gêneros e 50 espécies de plantas hospedeiras, distribuídas mundialmente (FARR & ROSSMAN, 2015).
Destas, 34 espécies pertencem ao gênero Citrus, são elas: Citrus aurantifolia registrado nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr. et. al., 1984), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), na Venezuela (Urtiaga, R. 2004), C. aurantifolia var mexicana registrado em Cuba (Urtiaga, R. 1986), na Venezuela (Urtiaga, R. 1986), C. aurantium registrado em Barbados (Norse, D. 1974), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na Grécia (Pantidou, M.E. 1973), em Myanmar (Thaung, M.M. 2008), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Espanha (Gonzalez Fragoso, R. 1916). C. chrysocarpa foi registrado na Índia (Rao, V.G. 1969). C. deliciosa, registrado na Grécia (Pantidou, M.E. 1973), C. grandis registrado nos EUA (French, A.M. 1987), na China (Tai, F.L. 1979), no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. iyo registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. jambhiri registrado nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984); C. junos registrado na China (Tai, F.L. 1979), no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. latifolia registrado nos EUA (French, A.M. 1987); C. limon registrado na Austrália (Shivas, R.G. 1989), nos EUA (French, A.M. 1987)(Alfieri Jr. et. al., 1984); na China (Tai, F.L. 1979), em Cuba (Urtiaga, R. 1986), em Greece (Pantidou, M.E. 1973), em Hong Kong (Lu, B. et. al., 2000), na Itália (Balmas, V. et. al., 2005), no Japão (Kobayashi, T. 2007), no Malawi (Peregrine, W.T.H., and Siddiqi, M.A. 1972), no México (Alvarez, M.G. 1976), Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Niue (Dingley, J.M. et. al., 1981), na Tanzânia (Riley, E.A. 1960) e no Zimbábue (Riley, E.A. 1960). C. limonia registrado no Chile (Mujica, F., and Vergara, C. 1945), na China (Tai, F.L. 1979), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), Serra Leoa (Deighton, F.C. 1936), África do sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. limonium registrado em Cyprus (Georghiou, G.P., and Papadopoulos, C. 1957), na República Dominicana (Ciferri, R. 1961).  C. maxima registrado em Barbados (Norse, D. 1974), nos EUA(French, A.M. 1989) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. medica registrado em Brunei Darussalam (Peregrine, W.T.H., and Ahmad, K.B. 1982), na China (Tai, F.L. 1979), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984) e na Grécia (Pantidou, M.E. 1973). C. meyerii registrado nos EUA (French, A.M. 1987); C. microcarpa registrado na China (Tai, F.L. 1979); C. natsudaidai registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007); C. nobilis registrado em Brunei Darussalam (Peregrine, W.T.H., and Ahmad, K.B. 1982), na China (Tai, F.L. 1979) e no Japão (Kobayashi, T. 2007). Citrus nobilis var. deliciosa registrado na Serra Leoa (Deighton, F.C. 1936) na África do Sul (Doidge, E.M. 1950). C. reticulata registrado na Austrália (Simmonds, J.H. 1966), nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), China (Tai, F.L. 1979), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), em Hong Kong (Lu, B. et. al., 2000), na Índia (Gurunath Rao, V. 1966), no Japão (Kobayashi, T. 2007), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Venezuela (Urtiaga, R. 2004). C. reticulata var. kinokuni registrado na China (Tai, F.L. 1979); C. reticulata var. poonensis registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. suavissima registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. suhoiensis registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. reticulata var. tankan registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. sinensis registrado na Austrália (Shivas, R.G. 1989), no Brasil (Mendes, M.A.S. et. al., 1998), nos EUA (French, A.M. 1987), no Chile (Mujica, F., and Oehrens, B.E. 1967), na China (Tai, F.L. 1979), em Cook Islands (Dingley, J.M et. al., 1981), em Cuba (Arnold, G.R.W. 1986), na República Dominicana (Ciferri, R. 1961), no Fiji (Firman, I.D. 1972), nos EUA (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), na Itália (Licciardello, G. et. al., 2006), no Japão (Kobayashi, T. 2007), na Malásia (Johnston, A. 1960), no México (Alvarez, M.G. 19 76), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Venezuela (Urtiaga, R. 1986) e na Zambia (Riley, E.A. 1956). C. sinensis var. brasiliensis registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007), Citrus sp. registrado na Austrália (Cunnington, J. 2003), no Brasil (Mendes, M.A.S et.al., 1998), na Califórnia (El-Goorani, M.A., and Sommer, N.F. 1979), na Costa Rica (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), El Salvador (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), no Japão (Kobayashi, T. 2007), no México (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989), no Panamá (McGuire Jr., J.U., and Crandall, B.S. 1967), Nova Guiné (Shaw, D.E. 1984) e no Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975.). C. tangerina registrado na China (Tai, F.L. 1979), C. tankan registrado na China (Zhuang, W.-Y., Ed. 2001), C. unshiu registrado no Japão (Kobayashi, T. 2007) e na Coreia (Cho, W.D., and Shin, H.D., Eds. 2004). C. ×paradisi registrado nos EUA (French, A.M. 1987) (Alfieri Jr., S.A. et. al., 1984), Gana (Dade, H.A. 1940), no Japão (Kobayashi, T. 2007), Porto Rico (Stevenson, J.A. 1975), na África do Sul (Gorter, G.J.M.A. 1977), na Tanzânia (Riley, E.A. 1960), Ilhas Virgens (Stevenson, J.A. 1975) e no Zimbábue (Whiteside, J.O. 1966). C. ×tangelo registrado nos EUA (French, A.M. 1987) e na Nova Zelândia (Pennycook, S.R. 1989) (FARR & ROSSMAN, 2015).
Causando doenças à hospedeira laranja (Citrus sinensis), encontram-se registradas nove espécies de Penicillium representados por P. fructigenum, P. glaucum, P. italicum. P. lutem, P. roseum, P. ulaiense e P. verrucosum, e as que ocorrem no Brasil: P. citrinum e P. digitatum (FARR & ROSSMAN, 2015).
Foram encontrados registros de doenças causadas por P. digitatum em seis hospedeiros diferentes no Brasil, sendo eles o cajueiro, melão, feijão-fradinho, e diversas variedades de citros. Há registro do patógeno causando doenças chamadas de bolor verde, mofo verde, podridão verde do fruto e podridão do fruto (MENDES e URBEN, 2015).

Controle:
            Controle químico: Os benzimidazóis podem ser aplicados nos pomares até três semanas antes da colheita; em pós-colheita, no Brasil, o uso de fungicidas restringe-se aos benzimidazóis e ao imazalil (LARANJEIRA et al., 2005). Três semanas antes da colheita pode-se efetuar pulverização das plantas com Benzimidazóis (SANTOS e MENDES, 2015).
Controle físico: Armazenar as frutas em temperaturas abaixo de 5 °C, evitando o crescimento do patógeno que se desenvolve em temperaturas ideais em torno de 24 ºC (UENO, 2011).
Controle mecânico: fazer uma desinfestação preventiva com produtos à base de cloro, amônio quaternário, formaldeído ou álcool, evitando frutos infestados em veículos, equipamentos, materiais de colheita, locais de armazenamento, de transporte e processamento (ROSSETTI, 2001).
Controle cultural: Manuseio cuidadoso de frutos durante as operações de colheita, transporte, processamento e armazenamento, visando evitar os ferimentos, que se constituem na principal via de penetração do fungo em frutos; remoção imediata dos frutos infectados, pelo uso de exaustores e de um bom sistema de limpeza local, visando a diminuição de esporos do ar (LARANJEIRA et al., 2005);
Controle biológico: as informações sobre agentes biológicos que podem controlar o patógeno do bolor verde ainda são muito restritas. Portanto, em um trabalho publicado por Kupper et al. (2013), mostra que é viável o uso de Saccharomyces cerevisiae para o controle de P. digitatum, porém a eficiência de antagonismo do isolado depende da variedade cítrica que está sendo tratada.
Controle genético: por ser uma doença de pós-colheita causada por um patógeno relativamente fraco, que possui ampla gama de hospedeiros, onde as medidas de controle citadas anteriormente podem controlar a doença com facilidade, o uso de controle genético não é utilizado. Mesmo porque este método é relativamente caro, e a doença não necessita de tal tecnologia.


LITERATURA CITADA:

AGROFIT – Sistema de agrotóxicos fitossanitários. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento - Coordenação-Geral de Agrotóxicos e Afins/DFIA/DAS. 
Disponível em:
http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons. Acesso em: 6 de maio de 2015.
FARR, D.F., ROSSMAN, A.Y. Fungal Databases, Systematic Mycology and Microbiology Laboratory, ARS, USDA. Retrieved June 26, 2015, from http://nt.ars-grin.gov/fungaldatabases/
FEITCHTENBERGER, E.; BASSANEZI, R. B.; SPÓSITO, M. B., BELASKE, J. Jr. Doenças dos citros. In: KIMATI, H.; AMORIM, L.; REZENDE, J. A. M.; BERGAMIN FILHO, A.; CAMARGO, L. E. A. Manual de Fitopatologia vol.2: doenças das plantas cultivadas. 4ª ed. São Paulo: Agronômica Ceres, 2005.
FORNER, C.; BETTIOL, W.; NASCIMENTO, L.M.; TERAO, D. Controle em pós-colheita de Penicillium digitatum em laranja-pera com microrganismos e tratamento térmico. Revista Brasileira de Fruticultura v. 35 no. 1 Jaboticabal mar. 2013.
FRANCO, D.A.S.; BETTIOL, W. Controle de bolor verde em pós-colheita de citros com produtos alternativos. Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – Embrapa Meio Ambiente no. 10 p. 1-4, fev. 2000.
INDEX FUNGORUM. Banco de dados para táxons fúngicos. Disponível em: Acesso em: 14 de Abril de 2015.
KUPPER, K.C.; CERVANTES, A.L.L.; KLEIN, M.N.; SILVA, A.C. Avaliação de microrganismos antagônicos, Saccharomyces cerevisiae e Bacillus subtilis para o controle de Penicillium digitatum. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 35 no. 2 Jaboticabal Jun. 2013.

LARANJEIRA, F.F.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A.; AGUILAR-VILDOSO, C. I.; COLETTA FILHO, H. D. Citros, cap. 18. Fungos procariotos e doenças abióticas. Cordeirópolis, SP: FAPESP, 2004.
LARANJEIRA, F.F.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A.; AGUILAR-VILDOSO, C.I. Controle das doenças causadas por fungos e bactérias em citros. In: ZAMBOLIM, L.; VALE, F. X. R.; MONTEIRO, A. J. A.; COSTA, H. Controle de doenças de plantas fruteiras. Vol 1, Minas Gerais: UFV, 2002.
MENDES, M.A.S.; URBEN, A. F.; Fungos relatados em plantas no Brasil, Laboratório de Quarentena Vegetal. Brasília, DF: Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia - CENARGEN. Disponível em: . Acesso em: 6 de maio de 2015.
ONIONS, A. H. S. Penicillium digitatum. C.M.I. Description Of Pathogenic Fungi and Bacteria no. 96. Commonwealth Agricultural Bureaux, June 1966.
PATRO, Raquel. LaranjaCitrus sinensis. Disponível em: http://www.jardineiro.net/plantas/laranja-citrus-sinensis.html. Acesso em: 21 de abril de 2015.
ROSSETTI, V. V. Manual ilustrado de doenças dos citros. Piracicaba: Fealq/Fundecitrus, 2001.
SAMSON, R.A.; HOUBRAKEN, J.; THRANE, U.; FRISVAD, J.C.; ANDERSEN, B. Food and indoor fungi. CBS – KNAW – Fungi Biodiversity Centre Utrecht, The Netherlands, 2010.
UENO, B. Produção orgânica de citros no rio grande do sul. Embrapa Clima Temperado, dezembro 2011. Disponível em: http://www.cpact.embrapa.br/publicacoes/sistemas/sistemas-20/cap10_doencas_dos_citros.htm. Acesso em: 12 de maio de 2015.




Seguidores

Postagens populares da Ultima Semana